HIPERTEXTOS DEL ÁREA DE LA BIOLOGÍA

REACCIÓN ACROSÓMICA Y FECUNDACIÓN

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Fecundación en Leptodactylus chaquensis
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Fecundación y presencia de espuma | Permanencia de los ovocitos en solución salina y fecundidad | Espermatozoides en solución salina y fecundación | Correlación entre estado del acrosoma y fecundación.

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Principal Arriba Introducción Material y métodos Pruebas experimentales Resultados y discusión Reacción acrosómica y actividad proteolítica Reacción acrosómica y fecundación ACCIÓN DE LOS INHIBIDORES DE LA TRIPSINA SOBRE LA FECUNDACIÓN ATAQUE A LA MEMBRANA VITELINA POR LOS ESPERMATOZOIDES Secreciones del oviducto y acción de las proteinasas Secreciones del oviducto y acción de las proteinasas Resultados Conclusiones Bibliografía Mapa del Sitio

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Fecundación en Leptodactylus chaquensis

   Un punto que resultaba importante aclarar era la relación entre los cambios observados en el acrosoma del espermatozoide de Leptodactylus chaquensis y la fecundación. Este anuro presentaba el inconveniente de que nada se conocía acerca de su fecundación en el laboratorio, ya que las especies del genero Leptodactylus sólo ocasionalmente han sido utilizadas en Embriología experimental, probablemente por tratarse de especies de ciclo sexual discontinuo, lo cual limita su utilización a sólo unas pocas semanas del año (Cei J. M. (1948) Acta. Zool.Lilloana 6 , 283, Barbieri F.D. (1956) Arch. de Bioq. Quim. y Farm. Tucumán, 7, 267).
   Una particularidad de Leptodactylus chaquensis es que depone sus ovocitos en nidos de espuma. Estos nidos los forma el macho agitando enérgicamente con las patas posteriores el producto viscoso que la
hembra elimina conjuntamente con los ovocitos durante el abrazo sexual (Fernandez K., Fernandez M. (1921) Anales de la Sociedad Científica Argentina  XCI , 97.). Por lo tanto previo al estudio de la relación entre la reacción acrosómica y la fecundación fue necesario desarrollar un método para fecundar gametos obtenidos en el laboratorio y determinar algunos parámetros que afectan la viabilidad de los mismos.
   El primer punto a determinar fue si la presencia de espuma era necesaria para la fecundación. 

Relación entre fecundación y presencia de espuma en Leptodactylus chaquensis | a Contenidos

TABLA 6

Ovocitos fecundados (%)
 Media ± error estandart de la media
Con espuma

Ovocitos fecundados (%)
 Media ± error estandart de la media
Sin espuma

88,5 ± 9,5

96,0 ± 4,0


Muestras de alrededor de 100 ovocitos con y sin espuma se inseminaron con 0,5 ml de una suspensión de espermatozoides     (10 6 esp. / ml)
n=2

 

32.jpg (12221 bytes)
Fig. 9: Embriones de Leptodactylus chaquensis resultantes a partir de gametos provenientes de los mismos ejemplares.
Superior
: criado en presencia de espuma. Inferior: criado en ausencia de espuma.

 

   La Tabla 6 muestra que la fecundación puede realizarse sin inconvenientes en ausencia de espuma. Sin embargo, los ovocitos fecundados en estas condiciones manifiestan anomalías en su desarrollo posterior (Fig. 9). Algunos ensayos complementarios mostraron que la restitución de la espuma después de la fecundación previenen estas anomalías, permitiendo un desarrollo normal.
   Los huevos de Leptodactylus chaquensis , a diferencia de otras especies, requieren oxígeno durante los primeros estadios de desarrollo. En efecto cuando se los incuba en condiciones de estricta anaerobiosis, el desarrollo queda bloqueado en los primeros estadios de la segmentación (Del Rio A., Raisman J.S. Experimentos no publicados. ). Es probable, por lo tanto, que las anomalías observadas cuando se mantienen los ovocitos en ausencia de espuma sean debidas a una deficiente oxigenación. De ser correcta esta hipótesis una de las principales funciones de la espuma, en esta especie, sería la de asegurar la oxigenación del huevo en desarrollo. Por otra parte la falta de efecto de la ausencia de espuma en la fecundación, concuerda con la observación de que es posible fecundar a los ovocitos en condiciones de estricta anaerobiosis (Del Rio A., Raisman J.S. Experimentos no publicados. ).
   Respecto al manejo de los gametos, cabe agregar que la viabilidad de los ovocitos en solución salina cae a medida que aumenta su tiempo de permanencia en la misma (Tabla 7). Otro tanto se observa en el caso de los espermatozoides (Tabla 8).

Tiempo de permanencia de los ovocitos de Leptodactylus chaquensis en solución salina y fecundidad | a Contenidos

TABLA 7

Tiempo (minutos)

Ovocitos fecundados(%)
 Media ± error estandart de la media

0

100 ± 0,0

2,5

69,0 ± 31,0

5

62,5 ± 19,5

10

14,0 ± 3,0

15

8,0 ± 1,0

30

2,5 ± 2,5


Muestras de ovocitos que permanecieron tiempos crecientes en Holtfreter 0,1 fueron inseminados con suspensiones recientemente preparadas de espermatozoides (10 6 esp. / ml).

n=2

 

Incubación de los espermatozoides de Leptodactylus chaquensis en solución salina y fecundación

TABLA 8

Tiempo de incubación (minutos)

Ovocitos fecundados
(%)

0

75

15

5

30

0

45

0


Muestras de ovocitos fueron inseminados con alícuotas de 0,5 ml de una suspensión de espermatozoides (10 6 esp. / ml) previamente incubados en Holtfreter 0,1 a 24 °C.

Correlación entre estado del acrosoma y fecundación | a Contenidos

   Para este estudio nos hemos basado en el hecho ya mencionado de que el estado del acrosoma depende del medio en el que se hallan suspendidos los espermatozoides. La prueba consistió en inseminar ovocitos con espermatozoides provenientes de distintos medios, controlando la morfología del acrosoma, y la proporción de ovocitos fecundados.

Relación entre la morfología del acrosoma del espermatozoide de Leptodactylus chaquensis y fecundación

Tabla 9

Solución

Tiempo (min.)

Fase 1

Fase 2

Fase 3

Fase 4

Fase 5

Motilidad

Ovocitos
Fec.

Sacarosa 0,25M

0

96

0

0

0

4

+

89,5%

Sacarosa 0,25M

5

98

0

0

0

2

+

90%

Sacarosa 0,25M

10

95

0

0

0

5

+

86,0%

Sacarosa 0,25M

30

92

0

0

0

8

+

87%

Sacarosa 0,025M

0

52

31

1

0

1

+++

61%

Sacarosa 0,025M

5

17

68

3

0

13

+++

2,5%

Sacarosa 0,025M

10

4

69

12

0

15

+

0

Sacarosa 0,025M

30

4

53

25

0

18

-

0


Ovocitos maduros en grupos de 200-300 se mantuvieron en cámara húmeda hasta su inseminación.
Las suspensiones de espermatozoides (106 esp. / ml) se prepararon en solución de sacarosa 0,25 M ó 0,025 M y se incubaron a 25 ± 2 °C. Alícuotas de 0,5 ml se utilizaron para inseminar los ovocitos luego de 0-5-10 y 30 minutos de su preparación . La motilidad y las fases del acrosoma se controlaron en alícuotas tomadas en el momento de la inseminación (otros detalles en Tabla 1 ). Cinco minutos después de la inseminación 2,5 ml de Holtfreter 0,1 fueron agregados a cada muestra.

   Los datos de la Tabla 9 muestran una correlación directa significativa entre el porcentaje de espermatozoides en fase 1 y el porcentaje de ovocitos fecundados (r: 0,998, p< 0,001). Este dato nos indica que para obtener altos porcentajes de fecundación es necesario partir de suspensiones de espermatozoides en las que no haya tenido lugar una reacción acrosómica espontánea. Quedaba por establecer, sin embargo, si los cambios en el acrosoma son necesarios para que el espermatozoide pueda penetrar las cubiertas de ganga que rodean al ovocito. Las observaciones directas y los registros cinefotográficos efectuados (W. de Cunio R., Raisman J.S. (1974) Película, 4 minutos 30 segundos de duración presentada en la Sociedad de Biología, S.M. de Tucumán. Una versión extractada en formato digital se agregó a la presente. ) mostraron que los espermatozoides pueden cumplir su tránsito a través de las cubiertas de ganga manteniendo intacto su acrosoma (Fig. 10 ). 

38.jpg (20729 bytes)
Fig. 10: Penetración del espermatozoide a través de las cubiertas de ganga en Leptodactylus chaquensis (Contraste de fases, x 600)
AC: acrosoma; ES: espermatozoide; GA: ganga; OV: ovocito

   Los resultados anteriormente expuestos indican que la capacidad fecundante de los espermatozoides de Leptodactylus chaquensis se mantiene en tanto no se produzca la reacción acrosómica espontánea. Según hemos visto, el hecho de que la misma se produzca o no, parece depender de la tonicidad de las soluciones en que se suspenden los espermatozoides. La capacidad de ciertas soluciones para preservar la viabilidad de los espermatozoides ha sido reconocida también en otras especies de anfibios. En Xenopus laevis ( Wolf D. P., Hedrick J. L. (1971) Develop. Biol. 25, 348 ) este efecto fue denominado "capacitación artificial". Sin embargo creemos que este termino no resulta adecuado ya que capacitación tal como se emplea este termino para los mamíferos ( Yanigamachi R. (1969) J. Exp. Zool. 170, 269 ), implica cambios en el espermatozoide que hacen posible la reacción acrosómica y la fecundación. Nuestros resultados más bien indican que se trataría de un efecto osmótico capaz de estabilizar las membranas del acrosoma previniendo de esta manera la ocurrencia de una reacción prematura.
  
El hecho de que no son necesarios cambios en el acrosoma del espermatozoide para atravesar las cubiertas de ganga, indican que el contenido del acrosoma seria utilizado a otro nivel, lo que será considerado en una sección aparte.

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