HIPERTEXTOS DEL ÁREA DE LA BIOLOGÍA
PRINCIPAL INTRODUCCIÓN ANIMACIONES CÉLULAS BIODIVERSIDAD HERENCIA EVOLUCIÓN

Curso de Microbiología General

de Enrique Iáñez

BIOSÍNTESIS Y CRECIMIENTO DE LA PARED CELULAR


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CONTENIDOS

BIOSÍNTESIS DE PROTEÍNAS DE LA PARED CELULAR | BIOSÍNTESIS DEL PEPTIDOGLUCANO DE MUREÍNA| BIOSÍNTESIS DE ÁCIDOS TEICOICOS | BIOSÍNTESIS DEL LIPOPOLISACÁRIDO | CRECIMIENTO DE LA PARED CELULAR: CRECIMIENTO EN UNA BACTERIA GRAM-NEGATIVA, CRECIMIENTO EN UNA BACTERIA GRAM-POSITIVA |PROTOPLASTOS Y ESFEROPLASTOS | FORMAS "L"

En el capítulo anterior estudiamos la composición química, estructura y funciones de los principales tipos de paredes celulares procarióticas. En este capítulo trataremos un aspecto dinámico del tema de las paredes: cómo se sintetizan los principales tipos de macromoléculas, cómo se ensamblan en la arquitectura global, y cómo se produce el proceso general de crecimiento de la pared, incluyendo el evento particular de formación del septo transversal que marca el "nacimiento" de dos células hijas. Nos concentraremos en la biosíntesis del peptidoglucano, debido a su interés intrínseco y aplicado (sobre este proceso actúan diversos antibióticos, algunos de gran importancia clínica).

  • Desde el punto de vista topológico, todas las capas de las envueltas bacterianas (membranas, pared celular) son superficies cerradas sobre sí mismas, físicamente continuas para mantener la integridad y viabilidad de la célula.
  • Pero por otro lado, deben de ser susceptibles de expandirse durante el crecimiento por incorporación de nuevos materiales. Además, todos los constituyentes deben crecer coordinadamente e incorporarse en los lugares precisos. Por ejemplo, en el caso de las bacterias Gram-negativas, distintos componentes deben de ir a parar a diferentes localizaciones: periplasma, PG, membrana externa, e incluso medio exterior.
  • Durante cada ciclo celular, hay una fase en la que los materiales de las envueltas (y concretamente, de la pared celular que nos ocupa ahora) deben de facilitar la división de la célula en una descendencia de dos células hijas.
  • Finalmente, queda el problema de la energía. Los procesos biosintéticos requieren aporte de energía química, pero el ATP y compuestos similares no pueden salir del protoplasto.

Precisamente en este capítulo vamos a ver algunas de las estrategias bioquímicas y moleculares que las bacterias han evolucionado para solventar estos puntos. El proceso en general es similar en Gram-positivas y en Gram-negativas, pero existen diferencias debido a la complejidad adicional representada por la membrana externa de Gram-negativas.

Podemos clasificar las estrategias de biosíntesis de componentes de la P.C. en tres grandes tipos:

  • síntesis de la macromolécula en el citoplasma y transporte a través de la membrana. Ejemplo: proteínas de la P.C.
  • síntesis de precursores en el citoplasma + ensamblaje parcial en membrana + transporte a la cara externa externa de la membrana + ensamblaje final en el exterior, mediante reacciones que no precisan energía. Ejemplos: síntesis de PG, de ácidos teicoicos, de polisacáridos.
  • síntesis de precursores en el citoplasma + ensamblaje completo en la membrana citoplásmica + transporte al exterior. Ejemplo: síntesis del LPS.

 

1 BIOSÍNTESIS DE PROTEÍNAS DE PARED CELULAR | a Contenidos

Las proteínas de la P.C., tanto las estructurales como las enzimáticas del espacio periplásmico, se sintetizan por polisomas asociados a la cara interna de la membrana citoplásmica.

Las proteínas hidrofóbicas asociadas a la membrana externa (y aquellas que deben exportarse al periplasma) se sintetizan como pre-proteínas provistas en su extremo N-terminal de una secuencia líder (también llamada péptido-señal), con una porción de carácter hidrofóbico. Conforme el ribosoma va sintetizando la proteína, la secuencia líder se ancla a la membrana, y facilita el paso del resto de la proteína naciente al otro lado de la membrana. Esta proteína naciente no puede en principio plegarse tridimensionalmente, debido a la actuación de un complejo (complejo de reconocimiento de la señal). Una vez que toda o casi toda la proteína ha pasado al otro lado de la membrana, actúa una peptidasa del líder (localizada en el lado exterior de la membrana) que rompe la secuencia-señal. Esto facilita a su vez el que la proteína adquiera rápidamente su conformación madura y que, en su caso, interaccione con otros componentes de la pared.

Aquellas proteínas que en su forma madura están modificadas químicamente (por unión a azúcares, ácidos grasos o glicéridos) sufren estas modificaciones a nivel de membrana citoplásmica.

La lipoproteína de Braun se sintetiza a partir de una pre-proteína con péptido-líder, que se rompe a su paso por la membr. citopl., siendo modificado su extremo N-terminal a glicerol-tioéter. De esta forma se puede insertar, por dicho extremo en la membrana externa. Como ya dijimos, una tercera parte de la LPP de Braun se une covalentemente al PG, en una reacción de transpeptidación: el enlace entre la D-ala terminal(4) y el meso-DAP(3) del tetrapéptido del PG se sustituye por el enlace entre dicho meso-DAP y el grupo amino de la lisina C-terminal de la LPP.

Las porinas son una excepción al mecanismo de translocación de proteínas descrito arriba: estas proteínas adquieren su configuración definitiva a nivel de la membrana citoplásmica. Parece ser que alcanzan la membrana externa a través de las denominadas zonas de adhesión o junturas de Bayer.

2. BIOSÍNTESIS DEL PEPTIDOGLUCANO DE MUREÍNA | a Contenidos

Consta de 4 etapas:

  1. Síntesis de precursores solubles en el citoplasma.
  2. Estos precursores son transferidos a un transportador lipídico situado en la membrana citoplásmica (un poliisoprenol fosfatado llamado undecaprenil-fosfato), donde se forman las unidades disacarídicas con el pentapéptido.
  3. Las unidades disacarídicas se polimerizan en cadenas lineales fuera de la membrana, pero aún unidas al undecaprenil-fosfato de la membrana.
  4. Unión del polímero lineal así formado al peptidoglucano preexistente en la pared celular, por entrecruzamiento de (al menos) parte de sus péptidos respectivos.

A estas etapas hay que añadir una fase adicional de regeneración del transportador lipídico, una vez que ha cumplido su misión, para que pueda ser operativo en un nuevo ciclo de síntesis.

Veamos, pues, en más detalle, cómo ocurre este interesante proceso:

Fase 1: Desde glucosamina-1-P hasta UDP-NAM-pentapéptido, todo el ciclo ocurre en el citoplasma, catalizado por enzimas solubles. Se observará que los azúcares (tanto NAM como NAG) se activan bajo la forma de nucleósido-difosfatos (concretamente, de uridín difosfato, UDP). En general, los monosacáridos que han de incorporarse a polímeros de pared celular bacteriana se activan mediante su unión con nucleósidos-fosfato.

La NAG se activa por reacción del NAG-1-P con UTP, que libera pirofosfato (PP) y produce NAG-UDP.

Observar cómo se produce la síntesis del NAM activado: el grupo enol-pirúvico del fosfo-enol-pirúvico (PEP) se transfiere al -OH (3) de la NAG, y enseguida ocurre una reducción enzimática (con NADPH2 como donador) que genera el 3-O-D-lactil-éter de la NAG, es decir, el NAM (por supuesto, unido siempre al UDP).

Luego se va produciendo la adición secuencial y ordenada de los distintos aminoácidos (en reacciones que requieren energía e iones Mn++).

Observar que no se produce un tetrapéptido, sino un pentapétido. El último paso de adición de aminoácidos es la unión del dipéptido D-alanil-D-alanina, que se ha sintetizado en dos fases:

  • una racemasa convierte la L-ala a D-ala;
  • creación de enlace peptídico entre dos D-ala.

 

Fase 2: El UDP-NAM-pentapéptido se transfiere ahora a un transportador de membrana, llamado undecaprenil-fosfato (que abreviaremos como Lip-P).

El undecaprenil-fosfato es un poliisoprenoide de 55 átomos de C (C55, derivado de la repetición 11 veces de la unidad isoprenoide, con un fosfato terminal). Antiguamente se le conocía con el nombre de bactoprenol, pero esta denominación ha caído en desuso desde que se sabe que no es exclusivo de bacterias. El bactoprenol permite el transporte y ensamblaje de sustancias que, como los azúcares, son hidrofílicas, y no podrían pasar por sí mismas la barrera hidrofóbica de la membrana.

Una vez que el NAM-pentapétido está unido al undecaprenil (por medio de pirofosfato) se produce la unión con la NAG, en una reacción de transglucosidación que genera el enlace ß(1 --> 4) entre NAG-NAM. Por lo tanto, se obtiene: Lip-P-P-MAM(pentapéptido)-NAG.

En esta situación es cuando se producen la modificaciones que ya estudiamos en la estructura básica del PG. Por ejemplo: en Staphylococcus aureus el grupo -COOH del D-glutámico en posición (2) es amidado (pasa a --CO-NH2. Por otro lado, se introducen los puentes peptídicos, que en el caso de esta bacteria consisten en una pentaglicina, que se une al grupo amino terminal de la L-Lys en posición (3).

     

Fase 3: Polimerización de varias unidades disacarídicas: ello se logra en una reacción de transglucosidación. Consiste en la unión de cada unidad disacarídica (con su pentapéptido) unida a su respectivo Lip-P-P, con el extremo libre (reductor) de una cadena preexistente que a su vez está unida a otra molécula de Lip-P-P.

En el proceso se libera uno de los Lip-P-P (o sea, el undecaprenil, pero en forma pirofosforilada). Sobre este Lip-P-P actúa una fosfatasa específica, que elimina el fosfato terminal, regenerándose el undecaprenil-fosfato, que queda dispuesto para otro ciclo como el descrito.

 

Fase 4: El polímero surgido de la fase anterior es una cadena lineal de PG sin entrecruzar, y unido aún al transportador lipídico de membrana. Ahora este polímero naciente (con sus pentapéptidos) reacciona, por transpeptidación, con un PG aceptor preexistente. En esta reacción se ven implicados el grupo C=O de la D-ala (4) del PG naciente y el grupo -NH2 libre del diaminoácido (3) del PG aceptor (o del último aminoácido del puente peptídico).

    Esto es lo mismo que decir que el enlace peptídico entre D-ala (4) y D-ala (5) del PG naciente se ve sustituido por otro enlace peptídico, entre dicha D-ala (4) y el diaminoácido del PG naciente.

La energía para esta reacción la suministra la hidrólisis concomitante del enlace peptídico entre las dos D-ala terminales. Es decir, en cada reacción de transpeptidación se libera una D-ala, correspondiente a la que ocupaba la posición (5).

Ya dijimos en el capítulo anterior que no todos los tetrapéptidos participan en entrecruzamientos. Las D-ala terminales (en 5) de los péptidos no implicados en tales entrecruzamientos son eliminadas por una enzima llamada D-D-carboxipeptidasa. Esta enzima explica no sólo que en el PG maduro existan tetrapéptidos (y no los pentapéptidos originales), sino también la existencia de tripéptidos.

Muchas bacterias controlan el grado de entrecruzamiento de su PG maduro. Incluso algunas pueden eliminar totalmente muchos de los péptidos originalmente unidos al NAM, mediante enzimas conocidas genéricamente con el nombre de autolisinas. Así por ejemplo, Micrococcus luteus -un coco Gram-positivo-, merced a su actividad NAM-L-ala-amidasa, presenta un PG que no está entrecruzado en un 50-70%.

 

Antibióticos que actúan a nivel de la biosíntesis de peptidoglucano:

Estos antibióticos tienen un efecto bactericida sobre bacterias en crecimiento. Ello se debe a que, al inhibir determinados pasos del ciclo de síntesis y ensamblaje del PG, provocan la acumulación de precursores de dicho PG, lo que a su vez desencadena la activación de las autolisinas de la bacteria, que degradan el PG y que finalmente provoca la lisis celular (en medios hipotónicos), por entrada masiva de agua a la célula.

  1. Fosfomicina: actúa inhibiendo la formación del 3-O-D-lactil-éter de la NAG (o sea, del NAM). Parece ser que la base molecular estriba en la semejanza estructural entre el este antibiótico y el PEP (es decir, la fosfomicina es análogo estructural del PEP, lo que lleva a la inactivación de la enzima correspondiente a esta reacción).
  2. Cicloserina: Se comporta como análogo estructural de la D-alanina, por lo que inhibe la actuación de la racemasa que convierte la L-ala a D-ala, así como de la reacción de unión de dos D-ala.
  3. Vancomicina y ristocetina: inhiben la segunda transglucosidación (fase 30), es decir, la unión de diversas unidades disacarídicas.
  4. Bacitracina: se une al undecaprenol-pirofosfato, bloqueando su desfosforilación, e impidiendo por lo tanto, la regeneración del transportador de membrana.
  5. Antibióticos ß-lactámicos (p. ej.: penicilinas, cefalosporinas): inhiben la reacción de entrecruzamiento por transpeptidación. (Estudiaremos su mecanismo de acción en más detalle en el capítulo de Quimioterápicos y Antibióticos).

3. BIOSÍNTESIS DE LOS ÁCIDOS TEICOICOS | a Contenidos

Los ácidos glicerol- y ribitol-teicoicos se sintetizan según el siguiente modelo:

Fase 1: En el citoplasma, activación de los polioles por unión a nucleósidos difosfatos:

D-ribitol-1-P + CTP -------> CDP-ribitol + PP

Fase 2: Generación del esqueleto de poliol-P, a nivel de la membrana citoplásmica, por sucesivas reacciones de unidades de CDP-ribitol con lipoteicoico (LTC):

CDP-ribitol + LTC (ribitol-P)n -------> LTC (ribitol-P)n+1 + CMP

Es decir, los LTC actúan simultáneamente como aceptores de nuevas unidades de poliol-P y como transportadores de las cadenas nacientes.

Los sustituyentes glucídicos y/o de D-ala se añaden ulteriormente a los -OH del poliol, después de la polimerización.

Fase 3: Unión covalente de los teicoicos así sintetizados con el PG naciente a través de la unidad de enlace, interviniendo como transportador el undecaprenil-P .

       

4. BIOSÍNTESIS DEL LIPOPOLISACÁRIDO | a Contenidos

El lípido A (junto con la parte proximal del núcleo) se sintetiza en la membrana citoplásmica, por unión de ácidos grasos y KDO a la unidad de glucosaminil-glucosamina.

El resto del LPS se sintetiza y se ensambla en la membrana citoplásmica, por medio de dos procesos paralelos:

  • Una ruta va produciendo las cadenas laterales repetitivas polisacarídicas, que se encuentran unidas a una unidad de undecaprenil-P.
  • La otra ruta genera (por adición secuencial de los azúcares pertinentes) el oligosacárido medular, usando como cebador y como transportador de membrana al lípido A.

Ambas rutas acaecen en el lado interno (citoplásmico) de la membrana citoplásmica. Una vez sintetizada la cadena lateral (unida a undecaprenil-P) y el oligosacárido medular (unido al lípido A), pasan a la cara externa (periplásmica) de la membrana citoplásmica, merced a la translocación de los respectivos transportadores.

Finalmente, una enzima específica favorece la unión de la cadena específica polisacarídica al oligosacárido medular-lípido A. Las distintas moléculas de LPS se atraen entre sí, y pasan a la cara externa de la membrana externa (su localización definitiva) merced a las zonas de adhesión (junturas de Bayer) donde las dos membranas coalescen.

Veamos en más detalle la síntesis del LPS:

4.1 Síntesis del Lípido A:

  1. La glucosamina-1-P es convertida en dihidroximiristil-glucosamina-1-P (por adición de dos restos de hidroximirístico al N del C-2 y en el C-3, respectivamente).
  2. Reacción con UDP-dihidroximiristil-glucosamina-1-P, para generar el disacárido N-ß-hidroximiristil-glucosaminina-P.
  3. Unión de arabinosamina al C-4' y de fosforil-etanolamina al C-1, lo que da un lípido A aún sin esterificar.
  4. Esterificación con ácidos grasos:
  • láurico
  • palmítico
  • mirístico

De esta forma se obtiene el lípido A esterificado en todos sus grupos hidroxilo originales.

4.2 Síntesis del oligosacárido medular:

Los azúcares se van añadiendo secuencialmente al lípido A. La secuencia de adición viene fijada por el reconocimiento específico que realizan las enzimas tanto de la molécula aceptora (lípido A-secuencia "x" previa) como del donador nucleotidil-azúcar.

Se desconocen aún cuáles son los precursores nucleotídicos de las heptosas.

Los precursores de las hexosas derivan del UTP, que genera la forma activa UDP-hexosa.

4.3 Síntesis de las cadenas específicas laterales (antígeno O)

  1. Cada unidad repetitiva se ensambla en forma de un intermediario undecaprenil-P-unidad, a partir de los correspondientes precursores nucleotídicos solubles de los azúcares (p. ej., UDP-galactosa, TDP-ramnosa, GDP-manosa, CDP-abecuosa).
  2. Las unidades repetitivas se polimerizan entre sí, con liberación de undecaprenil-pirofosfato:

Lip-P-P-{unidad} + Lip-P-P-{unidad}n -----> Lip-P-P-{unidad}n+1 + Lip-P-P

  1. El polímero de la cadena lateral se transfiere, desde el Lip-P-P que lo transportaba, hasta el extremo del oligosacárido medular unido a su vez al lípido A:

    Lip-P-P-{cad. lat} + LipA-oligosac ----> LipA-oligosac-{cad. lat.} + Lip-P-P.

  2. Regeneración del undecaprenil-P por medio de la acción de la fosfatasa específica del Lip-P-P.

5. CRECIMIENTO DE LA PARED CELULAR | a Contenidos

Como ya dijimos al comienzo de este tema, aunque la P.C. es una estructura cerrada y sin solución de continuidad, debe permitir su expansión (crecimiento), y esto supone que se han de romper ciertos enlaces si se quiere que el nuevo material se ensamble con el preexistente mediante nuevas uniones.

El crecimiento y septación del peptidoglucano están basados en la actividad controlada y localizada en puntos determinados, de una batería de autolisinas, especialmente las dotadas de actividad transglucosidasa y/o transpeptidasa. Debido a que estas enzimas son los sitios de acción de las penicilinas (y otros antibióticos ß-lactámicos), se les conoce también con el nombre de PBP (de penicillin-binding proteins; véase la tabla 6.1).

TABLA 6.1: Propiedades de las PBPs de Escherichia coli

núm. de moléculas por cél. actividad enzimática PBP posibles funciones
100 cada una transglusosidasa/transpeptidasa PBP1a, 1b síntesis del PG durante la enlongación celular
20 transpeptidasa PBP2 crecimiento de la forma bacilar
50 transglucosidasa/transpeptidasa PBP3 síntesis del PG durante la septación (tabique)
110 D-D endopeptidasa/D-D carboxipeptidasa PBP4 hidrólisis de los entrecruzamientos durante la elongación
1800 D-D carboxipeptidasa PBP5 destrucción del PG no entrecruzado

 

5.1 CRECIMIENTO DE LA PARED EN UNA BACTERIA GRAM-NEGATIVA: Escherichia coli

El crecimiento de la pared en E. coli se puede considerar dividido en dos fases:

  1. Crecimiento en longitud (elongación), mientras la célula crece en tamaño.
  2. Producción del tabique transversal (septación), que conduce a la formación de dos células hijas.

Elongación

  • Las PBPs 1 son las encargadas de la elongación de las cadenas de PG naciente (por transglucosidación de las unidades disacarídicas) y simultáneamente, por transpeptidación, logran el entrecruzamiento.
  • Las cadenas nacientes del PG se intercalan en la parte cilíndrica del sáculo de PG gracias a que las PBP4 y PBP5 cortan enlaces del PG preexistente. La PBP2 interviene aquí también para transpeptidación. La cadena de PG se va elongando unidireccionalmente alrededor de la circunferencia de la célula. Se calcula que existen unos 200 sitios de inserción de nuevo material en cada célula, dispersos de forma más o menos uniforme por toda la superficie de la célula. La maquinaria biosintética tarda 8 minutos en completar cada circunferencia de elongación.

Formación del tabique transversal

La división de la bacteria por fisión binaria simétrica se logra por medio de una invaginación circular de las envueltas (membrana citoplásmica y peptidoglucano) en mitad de la célula madre. En el inicio de este proceso tiene un papel esencial la proteína FtsZ.

FtsZ es una proteína imprescindible, presente tanto en eubacterias como en arqueobacterias, que muestra parecido con las tubulinas eucarióticas. Al parecer, al igual que las tubulinas, la FtsZ se une a GTP, con lo que se promueve su polimerización. Bajo control del ciclo celular, la FtsZ se ensambla poco antes de la división en el centro de la célula, formando un "anillo citocinético" en el lado citoplásmico de la membrana celular. Existen indicios fuertes de que la formación de este anillo de FtsZ señaliza el sitio por donde se producirá la división y se activará el crecimiento del peptidoglucano del tabique transversal.

    En las fotografías a microscopio electrónico se ve cómo bajo la invaginación de membrana que constituye la "avanzadilla" del septo, se localizan las moléculas de FtsZ.

La hipótesis señala que los polímeros de FtsZ se van "contrayendo", de modo que "tiran" de las envueltas hacia el interior, provocando la típica invaginación alrededor del centro del bacilo, y que simultáneamente, la FtsZ provoca la activación de la PBP3, que es una transglucosidasa/transpeptidasa específica del tabique transversal.

A microscopio electrónico se observa que este tabique está formado por dos láminas de PG (densas a los electrones) separadas entre sí por otra transparente. El final de la división ocurre como consecuencia de la invaginación de la membrana externa entre las dos láminas de PG.

¿Cómo se ensambla la membrana externa con relación al PG? Parece ser que esta membrana se ensambla en buena medida por procesos espontáneos guiados por interacciones entre el LPS y proteínas, sirviendo el PG subyacente como andamio que facilita el montaje de toda la estructura. Parece ser que las zonas de adhesión (junturas de Bayer) son importantes para la correcta colocación de LPS y proteínas de la membrana externa.

Recientemente se han descubierto zonas especiales donde la membrana externa contacta con la citoplásmica. Se denominan anillos perisépticos, debido a que rodean la superficie de la bacteria a ambos lados del septo transversal Se desconoce aún su papel, pero parece que delimitan zonas distintas de las envueltas de la bacteria, y algunos autores proponen que participan en la segregación de los cromosomas.

 

5.2 CRECIMIENTO Y SEPTACIÓN EN UNA BACTERIA GRAM-POSITIVA: Enterococcus faecalis

A diferencia de lo visto en E. coli, en el enterococo (Enterococcus faecalis) el crecimiento del PG no es difuso, sino zonal, comenzando en el centro (zona ecuatorial) y avanzando hacia afuera.

Véase en la figura el experimento de marcado de P.C. con anticuerpos fluorescentes, con ulterior seguimiento del marcaje al microscopio:

  • tras unos 15 minutos después del marcado se observa que existe una banda ecuatorial oscura (no marcada, por lo tanto está constituida por material nuevo recién insertado), mientras que los polos de las células siguen enteramente marcados.
  • Tras 30 o 60 minutos observamos células enteramente sin marcar, intercaladas entre células con uno de sus polos marcados.

El proceso se puede describir así:

  1. En la célula adulta antes de la división aparece una banda ecuatorial donde la P.C. se hace más gruesa.
  2. Debajo de esta zona engrosada (hacia el interior del citoplasma) se va depositando nuevo material, lo que marca el inicio de la formación del tabique transversal. Enseguida aparece una muesca en la banda ecuatorial.
  3. El tabique, con un grosor doble al de la pared celular de la superficie celular, sigue avanzando, hasta que...
  4. ... se completa. Simultáneamente a los pasos 31 y 41 la zona de nueva síntesis de P.C. superficial alcanza el ecuador de las celúlas hijas nacientes.
  5. El tabique completo de doble grosor va siendo escindido en dos mitades desde el exterior hacia el centro, por acción de autolisinas. De esta forma se le adjudica a cada célula hija la nueva pared correspondiente a uno de sus polos (el otro procede, intacto, de la célula madre).

Véase igualmente la figura que muestra en más detalle la formación del tabique. La idea que se saca del proceso en esta bacteria es que posee una sola zona de crecimiento de PG, con dos regiones de deposición de nuevo material: la región del tabique transversal propiamente dicho, y la región adyacente, ya en la superficie celular, responsable de la expansión de la pared periférica, a ambos lados del tabique.

 

6. PROTOPLASTOS Y ESFEROPLASTOS | a Contenidos

Mediante procedimientos de laboratario se puede lograr eliminar total o parcialmente la pared celular bacteriana. Se denominan protoplastos las células bacterianas a las que se ha desprovisto totalmente de pared celular, mientras que esferoplastos son aquellas células bacterianas que poseen restos de pared.

Obtención. Existen dos posibles métodos alternativos:

  1. Por destrucción del entramado del PG mediante enzimas líticas (lisozima, peptidasas). En el caso de bacterias Gram-negativas, previamente hay que desorganizar la membrana externa para hacerla permeable a estas enzimas. Ello se logra usando el quelante EDTA y/o sometiendo las células a bajas temperaturas.
  2. Por inhibición de la formación de nuevo PG en las células en crecimiento, tratándolas p. ej., con penicilina. Si se parte de un mutante auxotrofo para un componente del PG basta hacer crecer a la bacteria en un medio carente de dicho componente.

Estos métodos permiten:

  • en el caso de Gram-positivas, la desorganización total de su pared, por lo que se obtienen protoplastos;
  • en el caso de las Gram-negativas, quedan restos de membrana externa y de peptidoglucano atrapados en ella, por lo que se obtienen esferoplastos.

En ambos casos, protoplastos y esferoplastos pueden revertir a la forma normal eliminando el tratamiento (retirando la lisozima, o la penicilina).

Protoplastos y esferoplastos son formas osmóticamente sensibles debido precisamente a que al no existir o estar desorganizado parcialmente el PG, ya no se pueden contrarrestar las fuerzas de presión osmótica existentes en los medios hipotónicos en que normalmente se cultivan o suspenden las bacterias. Por lo tanto, si se quieren obtener suspensiones estables de estas formas, hay que obtenerlas en medios o soluciones isotónicos o ligeramente hipertónicos, para evitar su lisis:

  • soluciones de NaCl 0,25-0,5 M;
  • sorbitol o sacarosa 0,1-0,5 M;
  • polietilénglicol (PEG) al 7,5%.

En estos medios los protoplastos y esferoplastos poseen formas esféricas, independientemente de la forma que tuviera la bacteria con pared de que proceden.

Se emplean en varios aspectos de investigación básica:

  • método suave para luego obtener extractos libres de células y fracciones subcelulares.
  • en algunas bacterias, método para hacerlas permeables al ADN, en experimentos de transformación genética.
  • para realizar fusión entre protoplastos de diferentes cepas de la misma especie e incluso entre especies distintas. Se trata de un método de obtención de "recombinantes somáticos" usado para determinados estudios genéticos en bacterias que no tengan sistemas naturales de transferencia genética.

 

7. FORMAS L | a Contenidos

Son células bacterianas carentes total o casi totalmente de P.C., con formas pleomórficas, irregulares y globulares, que se producen de forma espontánea en algunas especies bacterianas (p. ej., Streptobacillus moniliformis) cuando se cultivan en medios a base de suero (que son hipertónicos).

Las colonias de las formas L naturales son muy características: en "huevo frito", bifásicas.

Se pueden obtener de forma inducida formas L en diversas bacterias Gram-positivas y Gram-negativas, tratándolas con penicilina en medios hipertónicos.

Las formas L inestables se generan por tratamientos breves, y pueden revertir con frecuencia a la forma normal con pared. Poseen algo de PG, aunque éste se encuentra alterado respecto al PG de la célula normal.

Las formas L estables se producen por tratamientos más prolongados, y no suelen revertir al tipo normal. La mayoría carecen totalmente de PG.

Así pues, en las formas L el PG ha sido eliminado totalmente o parcialmente, pero de manera que ya no pueden servir de aceptor de nuevo PG.

BIBLIOGRAFÍA | a Contenidos

ARTÍCULOS DE DIVULGACIÓN

VAZQUEZ, D. (1986): Biosíntesis del peptidoglucano: mecanismos de acción y selectividad de los antibióticos inhibidores. En: Bioquímica y Biología Molecular (Coordinador: L. Cornudella). Salvat, Barcelona, págs. 133-140.

ARTÍCULOS DE REVISIÓN

DOYLE, R.J., J. CHALOUPKA, V. VINTER (1988): Turnover of cell walls in microorganisms. Microbiol. Rev. 52: 554-567.

GHUYSEN, J.-M. et al. (1989): Inhibition of enzymes involved in bacterial cell wall synthesis. Cap. 17 del libro "Design of enzyme inhibitors as drugs" (Ed.: M. Sandler y H.J. Smith). Oxford University Press, Oxford.

KELLENBERGER, E. (1990): The "Bayer bridges" confronted with results from improved electron microscopy methods. Molec. Microbiol. 4: 697-705.

KOCH, A.L. (1988): Biophysics of bacterial walls viewed as stress-bearing fabric. Microbiol Rev. 52: 337-353.

LUTKENHAUS, L. (1993): FtsZ ring in bacterial cytokinesis. Mol. Microbiol. 9: 403-409.

NANNINGA, N. (1991): Cell division and peptidoglycan assembly in Escherichia coli. Mol. Microbiol. 5: 791.795.

NANNINGA, N., F.B. WIENTJES, E. MULDER, C.L. WOLDRINGH (1992): Envelope growth in Escherichia coli. Spatial and temporal organization. En "Prokaryotic structure and function: a new perspective. Society for General Microbiology & Cambridge University Press, Cambridge, pp. 185-221.

PARK, J.T. (1987b): Murein synthesis. En: "Escherichia coli and Salmonella typhimurium. Cellular and molecular biology". (F.C. Neidhart, ed.). American Society for Microbiology. Washington, D.C. (1987), págs. 663-671.

RICK, P.D. (1987): Lipopolysaccharide biosynthesis. En: "Escherichia coli and Salmonella typhimurium. Cellular and molecular biology". (F.C. Neidhart, ed.). American Society for Microbiology. Washington, D.C. (1987), págs. 648-662.

ROTHFIELD, L.I., W.R. COOK (1988): Periseptal annuli: organelles involved in the bacterial cell division process. Microbiol. Sci. 5: 182-185.

SHOCKMANN, G.D., J.F. BARRETT (1983): Structure, function, and assembly of cell walls of Gram-positive bacteria. Ann. Rev. Microbiol. 37: 501-527.

VICENTE, M., J. ERRINGTON (1996): Struture, function and controls in microbial division. Mol. Microbiol. 20: 1-7.

VINELLA, D., P. BOULOC, R. D'ARI (1993): GTPase enters the ring. Curr. Biol. 3: 65-66.

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 Actualizado el 17 de agosto de 1998

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