HIPERTEXTOS DEL ÁREA DE LA BIOLOGÍA
PRINCIPAL INTRODUCCIÓN ANIMACIONES CÉLULAS BIODIVERSIDAD HERENCIA EVOLUCIÓN

Curso de Microbiología General

de Enrique Iáñez

REGULACIÓN GENÉTICA

 

ÍNDICE:

1. INTRODUCCIÓN

2. REGULACIÓN DE LA TRANSCRIPCIÓN Y DEL ARNm

3. REGULACIÓN DE LA TRADUCCIÓN

4. REGULACIÓN POS-TRADUCCIONAL

5. SISTEMAS REGULADORES DE DOS COMPONENTES: SENSORES Y REGULADORES DE RESPUESTA

6. SISTEMAS REGULADORES GLOBALES

 


BARRA DE EXPLORACIÓN: Microbiología General
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1. INTRODUCCIÓN

Desde el punto de vista de la expresión genética, los operones bacterianos se pueden dividir en dos grandes tipos:

  • operones de expresión constitutiva (es decir, aquellos que se transcriben permanentemente, independientemente de las condiciones ambientales). Por ejemplo, operones para las ADN- y ARN-polimerasas;operones para las proteínas de las c. t. e.; operones para las proteínas ribosómicas, etc.
  • operones cuya expresión está regulada en función de las condiciones ambientales. Dentro de esta categoría, se distinguen a su vez: operones de expresión inducible; operones de expresión reprimible

En principio, por su modo la regulación puede ser de dos tipos :

  • Inducción: síntesis de ciertos enzimas debida a la presencia en el medio de sustratos metabolizables adecuados, o en términos más generales, por la existencia de determinados estímulos ambientales (no necesariamente de tipo nutricional). Ejemplo típico: la producción de b -galactosidasa es inducible en determinadas bacterias cuando en el medio aparece un azúcar de tipo b -galactósido (como la lactosa)
  • Represión: desconexión rápida de la ruta biosintética de un determinado compuesto, cuando éste aparece aportado en el medio de la bacteria. Ejemplo típico: si E. coli crece en ausencia de triptófano (Trp), la ruta para su biosíntesis está funcionando hasta que ese aa. aparezca en el medio. La represión no siempre tiene que ver con estímulos nutricionales: se pueden desconectar genes para evitar que su expresión interfiera con otros procesos que ya están en curso en la célula.

En resumen, y en relación con el modo de expresión genética que subyace a sustancias relacionadas con el metabolismo, la norma general es que:

  • la inducción permite el ajuste rápido para el uso de sustratos metabolizables;
  • la represión permite el ajuste para la síntesis de una sustancia que interviene como intermediario metabólico.

 

TIPOS DE MECANISMOS DE REGULACIÓN GENÉTICA

Casi cada uno de los niveles de los que depende la expresión de información genética puede estar sometido en principio a algún tipo de regulación, aunque el más frecuente es sobre la transcripción.

1) Nivel transcripcional

      a) A nivel del inicio de la transcripción

        • sustitución del factor s de la ARN-polimerasa
        • por interacción de proteínas regulatorias sobre secuencias de ADN cercanas al promotor:

                i) fenómenos de inducción génica

                ii) fenómenos de represión génica

      b) Terminación prematura de la transcripción: fenómenos de atenuación de la transcripción.

      c) Procesamiento de ARN (casos muy raros en procariotas)

2) Nivel traduccional. Ejemplos:

      a) regulación de la síntesis de las proteínas ribosómicas.

      b) regulación por ARN antiparalelo, que interfiere con la traducción del ARNm

3) Nivel postraduccional. Aquí ya no estamos ante mecanismos puramente de regulación genética. Algunos ejemplos: degradación de proteínas y modificación covalente de proteínas (p. ej., fosforilación). Regulación alostérica por retroalimentación (feed-back) de la actividad de las proteínas enzimáticas.

4) Sistemas globales de regulación

Cuando varios operones están regulados coordinadamente por un mismo tipo de estímulos, constituyen una red de regulación que se suele denominar con el nombre de regulón (p. ej., el regulón de los operones spo de la esporulación en las especies del género Bacillus).

Casi todos los productos de genes bacterianos están regulados en al menos uno de estos niveles, y a menudo lo están en varios niveles al mismo tiempo.

Como veremos enseguida, muchos de estos mecanismos se disparan en el interior celular debido a pequeñas moléculas que informan a la bacteria de un determinado cambio ambiental.

 

2. REGULACIÓN DE LA TRANSCRIPCIÓN

2.1. REGULACIÓN DEL INICIO DE LA TRANSCRIPCIÓN

2.1.1. REGULACIÓN POR SUBUNIDADES s ALTERNATIVAS

Se trata de una estrategia muy directa y sencilla, en la que la subunidad s "stándard" de la célula vegetativa normal se ve desplazada y sustituida por otro(s) tipo(s) de s diferentes (codificadas por genes distintos). La holoenzima de la ARN polimerasa con la nueva s reconoce ahora e inicia la transcripción a partir de un tipo distinto de promotor. Esto hace que se transcriban operones que hasta entonces permanecían "silenciosos" (sin expresión).

Veamos algunos ejemplos:

  • Uno de los casos mejor estudiados se da en las especies del gén. Bacillus, durante el proceso de la esporulación: Durante el crecimiento vegetativo, B. subtilis posee una holoenzima típica a 2b b '+ s 43 (= s A), que reconoce los promotores del tipo que estudiamos en el capítulo anterior. Al iniciarse la esporulación, se sintetiza una nueva s que desplaza a la s A (vegetativa). Ahora, la holoenzima reconoce los promotores de algunos operones spo (que estaban inactivos durante el crecimiento vegetativo), que codifican funciones requeridas durante las primeras fases de la esporulación. Algunos de los genes que ahora se expresan corresponden a otras subunidades s distintas de las dos citadas. En una fase más avanzada de la esporulación, una nueva "generación" de s (entre ellas la s 29) desplaza a la segunda. Ahora la holoenzima correspondiente reconoce nuevos grupos de operones que codifican proteínas requeridas en fases más tardías de la esporulación. Cada nueva holoenzima reconoce un tipo distinto y característico de promotor (con secuencias de nucleótidos peculiares), que no puede ser reconocido por las otras versiones de la ARN polimerasa dotadas de subunidades s diferentes.
  • La respuesta al choque por calor ("heat-shock") en E. coli: Si E. coli se somete a una agresión de altas temperaturas, se produce la inducción de unos 17 genes (genes de la respuesta al calor), cuyos productos tienden a evitar ciertos daños ocasionados por este agente. Esta respuesta está mediada por una nueva subunidad s (llamada s 32) que desplaza a la s 70 de la célula normal. La nueva holoenzima reconoce a los genes de la respuesta al calor, todos los cuales poseen un promotor con una región -10 totalmente diferente a la que vimos en el capítulo anterior: C C C A T N T
  • Cuando las enterobacterias sufren hambre de N (por ejemplo, no existe NH3), una nueva subunidad s (llamada sN o s54) desplaza a la s 70, y entonces la holoenzima reconoce promotores distintos, correspondientes a operones cuyos productos permiten utilizar otras fuentes de N más raras.

2.1.2. REGULACIÓN DEL INICIO DE TRANSCRIPCIÓN POR PROTEÍNAS REGULADORAS

Como ya apuntamos, podemos encontrar dos tipos de fenómenos:

  • inducción: el desencadenante del ajuste se denomina inductor;
  • represión: el desencadenante del ajuste se denomina correpresor.

En general, los desencadenantes de la respuesta se llaman efectores, y suelen ser moléculas de pequeño tamaño. Si estamos tratando con respuestas adaptativas metabólicas, podemos hacer la siguiente generalización:

  • El inductor suele ser el sustrato de una ruta catabólica, o una molécula muy semejante al sustrato natural.
  • El correpresor suele ser el producto de una ruta biosintética, o una molécula parecida.

El funcionamiento de estas moléculas en su papel de efectores no depende de su interacción metabólica en la ruta correspondiente. Lo que hacen los efectores es interactuar con proteínas reguladoras específicas para cada sistema (de cada operón o de cada grupo de operones). Y, a su vez, las proteínas reguladoras interactúan con una zona del operón cercana al promotor Es frecuente que muchas proteínas reguladoras compartan un dominio tridimensional característico denominado hélice-giro-hélice, que las capacita para reconocer determinadas secuencias del ADN.

Tanto la inducción como la represión génicas de funciones pueden deberse a su vez a:

  • controles positivos;
  • controles negativos.

Así pues, en la regulación del sistema tenemos varios tipos de elementos:

  1. efectores: pequeñas moléculas que informan del ambiente exterior;
  2. un elemento regulatorio que actúa en trans (a distancia): un gen regulador que codifica una proteína cuya única función consiste en controlar la expresión (a nivel de inicio de transcripción) de un operón de genes estructurales.
  3. genes estructurales (normalmente agrupados en operones, donde los genes se contranscriben en forma de ARNm policistrónico). Estos genes pueden codificar proteínas estructurales, o proteínas enzimáticas o simplemente transcribirse a ARNr o ARNt.

La función controladora de la proteína reguladora se ejerce por su interacción con secuencias específicas al comienzo del operón, cerca del promotor. Estas secuencias son, pues, elementos que actúan en cis dentro del circuito regulatorio: esto significa que su efecto depende de que estén ligadas genéticamente con los genes estructurales que van a ser sometidos a control genético. Son secuencias que no codifican productos difusibles que pudieran actuar a distancia.

¿Cómo se puede distinguir y discriminar entre las funciones de un regulador que actúa en trans (a distancia) de una secuencia en cis? Esto se puede lograr a partir de la observación de los efectos fenotípicos de sus respectivas mutaciones y de los tests de complementación (aunque las bacterias son haploides, se pueden realizar ensayos de complementación genética en diploides parciales por medio de algún sistema de transferencia genética, como por ejemplo el uso de conjugación con factores F-primas (F'): véase tema 27):

  1. La mutación inactivante de un gen regulador tiene efectos recesivos en trans y pleiotrópicos, que varían según que el control sea de tipo positivo o negativo:
    1. en el caso de control negativo, la mutación tiene efectos constitutivos;
    2. en el caso de control positivo, la mutación tiene efectos ininducibles.
  2. La mutación de un operador tiene efectos dominantes en cis.
  3. Por otro lado, la inactivación mutacional de un gen estructural simplemente priva a la célula de la función correspondiente.

Comparemos ahora las regulaciones genéticas de tipo positivo y negativo:

  1. Control negativo:el sistema se expresa a menos que sea desconectado por la acción de una proteína reguladora, a la que se denomina represor. Dentro de este control podemos distinguir, a su vez:
    1. Control negativo con efectos inductores (ej: en el operón lac): el represor, per se es activo, pero se inactiva en presencia del inductor.
    2. Control negativo con efectos represores (ej: en el operón trp):el represor, per se es inactivo (aporrepresor), pero en presencia del correpresor se activa (adquiere su capacidad funcional), y es entonces cuando reprime al operón estructural.
  2. Control positivo: los genes estructurales no se transcriben (o en todo caso lo hacen a un nivel basal bajo) a no ser que exista una proteína reguladora activa llamada apoinductor o activador. También aquí puede haber dos categorías:
    1. Control positivo por inducción: la proteína activadora, por sí misma es inactiva, pero queda activada cuando se le une el inductor.
    2. Control positivo por represión: la proteína activadora, per se, es activa, pero se inactiva cuando se le une el correpresor.

Obsérvese, pues, que el estado activo del operón varía según que se trate de un sistema inducible o reprimible:

  • en los sistemas inducibles, el estado activo es el inducido;
  • en los sistemas reprimibles, el estado activo es el desreprimido.

2.1.2.1. EJEMPLO DE CONTROL NEGATIVO E INDUCIBLE: Regulación del operón lac de E. coli

Iniciamos ahora el estudio de los controles genéticos en un sistema paradigmático: el operón lac (metabolismo de la lactosa) del colibacilo (Escherichia coli), que históricamente fue el primero en investigarse (por Jacob y Monod, años 50, y que les hizo ganar el premio Nobel en 1965). En este epígrafe abordaremos el comportamiento de este operón bajo regulación negativa (incorporando detalles ulteriores al trabajo de Jacob y Monod). Más adelante (2.1.2.3), veremos que el operón lac también posee un control positivo.

El operón lac, está constituido por:

      tres genes estructurales:

    • Gen lacZ: codifica la ß-galactosidasa (tetrámero de un polipéptido de 116 kDa);
    • Gen lacY: determina la ß-galactósido permeasa (46 KdA); proteína de membrana que realiza el simporte de H+ y lactosa.
    • GenlacA: determina ß-galactósido acetilasa, prescindible y de papel desconocido.

      un promotor para la unión de la holoenzima de la ARN polimerasa

      un elemento regulador en cis: el operador, parcialmente superpuesto con el promotor

y está controlado por el producto de un gen situado cerca del operón (pero que no forma parte de él; este es el elemento regulatorio en trans): el gen lacI, que codifica un represor que por sí mismo es activo como tal. El polipéptido de 38 kDa producido por este gen se agrega espontáneamente formando tetrámeros, que son la forma funcional del represor.

Veamos el funcionamiento del sistema:

  • Mientras en el medio no exista lactosa, el tetrámero del represor presenta una alta afinidad de unión hacia las secuencias del operador, y así impide que la ARN polimerasa reconozca y se una al promotor; por lo tanto, no existe apenas transcripción del operón de la lactosa. La actividad de unión al operador reside en el extremo N-terminal, que presenta un diseño característica en hélice-bucle-hélice. El operador al que se une presenta una secuencia palindrómica imperfecta.
  • Si en el medio existe lactosa (u otro azúcar de tipo ß-galactósido) como única fuente de C, dicho azúcar actúa como inductor del operón: se une a una zona de las subunidades del tetrámero del represor (codificado por lacI), con lo que se produce un cambio conformacional alostérico del represor; con ello disminuye la afinidad del tetrámero hacia la secuencia del operador, por lo que ahora la ARN polimerasa puede iniciar la transcripción. El represor inactivo "emigra" a zonas inespecíficas y aleatorias del ADN, distintas del operador.

Algunas ideas adicionales

  • En realidad el inductor natural no es exactamente la lactosa, sino el isómero alolactosa, que se origina nada más entrar aquella a la célula.
  • En el laboratorio se suelen denominar los llamados inductores gratuitos: se trata de moléculas artificiales (aunque b -galactósidos) que si bien pueden interaccionar con el represor, no pueden ser metabolizadas (a diferencia de la lactosa). Un ejemplo es el llamado IPTG (isopropil-b -D-tiogalactósido).
  • Se ha visto que el operón lac tiene de hecho tres secuencias de tipo operador. La denominada O1 es la "clásica", parcialmente superpuesta con el promotor, pero también hay que contar con la O2, centrada hacia la coordenada +440 del ARNm, y la O3, bastante aguas arriba respecto del promotor (centrada hacia -82). Se ha propuesto que los tetrámeros del represor reconocen simultáneamente dos de estas secuencias, obligando al ADN a curvarse de modo pronunciado, evitando así que pueda actuar la ARN-polimerasa.
  • En Ingeniería genética se suele usar a menudo componente del operón lac. Por ejemplo, se puede recurrir al promotor lac (bien sea en su versión silvestre o en algún mutante) para lograr la expresión de ciertos genes. Uno de los usos más extendidos es el del gen lacZ, determinante de la b -galactosidasa. Cuando las células de Escherichia coli silvestres respecto de lacZ crecen en presencia del X-gal (un galactósido artificial), las colonias tiene un aspecto azul, debido a que la b -galactosidasa transforma dicho X-gal en una sustancia de color azul. Pero si el gen lacZ está inactivado (p. ej., porque tenga una delección o una inserción), las colonias son de color blanco.

Este tipo de dispositivo regulador es propio de rutas catabólicas, donde el principio de economía debe garantizar que las enzimas de la ruta sólo se induzcan en presencia del sustrato adecuado.

Como ya apuntamos más arriba, varios operones distintos pueden estar sometidos al mismo tipo de regulación por un determinado estímulo ambiental, constituyendo una unidad de regulación denominada regulón. Por lo tanto un mismo tipo de proteínas represoras (y en general, un mismo tipo de proteínas reguladoras) pueden interactuar sobre operadores correspondientes a diferentes operones, situados en lugares muy distintos del cromosoma. Cada tipo de molécula reguladura (ya sea represor o -en el caso de la regulación positiva- ya sea activador) reconoce un tipo de secuencia característica en el ADN, situada por lo general cerca del promotor.

Los operadores pueden estar situados de forma distinta en relación con los correspondientes promotores sobre los que influyen:

  • en posición 3' respecto del promotor;
  • en posición 5' respecto del promotor;
  • superpuestos parcialmente con el promotor;
  • incluso algunos forman parte de la región inicial de ADN que se llega a transcribir.

Algunos operones, como el gal de Escherichia coli poseen dos promotores, dos operadores, y están sometidos a dos proteínas represoras diferentes

2.1.2.2. EJEMPLO DE CONTROL NEGATIVO Y REPRIMIBLE: el caso del operón trp de E. coli

La regulación negativa y reprimible es muy apropiada y económica para "desconectar" la transcripción de los genes de rutas biosintéticas de intermediarios metabólicos (como aminoácidos, bases nitrogenadas y vitaminas) cuando los productos finales de estas rutas están disponibles a la bacteria a partir del medio de crecimiento. En estos sistemas, a diferencia de la regulación de operones catabólicos, la proteína reguladora es inactiva en sí misma, por lo que recibe el nombre de aporrepresor. El efector que desencadena la represión se denomina correpresor, y suele ser la sustancia del medio equivalente al producto final de la ruta biosintética. La unión del correpresor con el aporrepresor genera un complejo denominado represor activo.

El operón trp ded Escherichia coli está compuesto por:

  • Cinco genes estructurales en la secuencia trpEDCBA. Codifican cinco polipéptidos que a su vez constituyen tres enzimas implicadas en el paso de corísmico a triptófano.
  • Promotor
  • Operador (superpuesto al promotor).

A la zona del operador se pueden unir dímeros del elemento regulatorio en trans: un represor codificado por el gen trpR (que está lejos del operón estructural).

Entre el promotor y el inicio del primer gen estructural existe una zona regulatoria compleja (líder más atenuador) que interviene en un tipo de regulación distinta que estudiaremos más adelante. Como ya dijimos, son muy frecuentes los sistemas genéticos sometidos a varios niveles de regulación. La biosíntesis del triptófano posee tres niveles distintos:

  • inhibición metabólica feed-back (alostérica) de los enzimas por parte del producto final de la ruta (el triptófano);
  • el triptófano procedente del medio actúa como correpresor que activa al apo-represor, originalmente inactivo, producido por el gen regulador (trpR);
  • atenuación (que veremos más adelante), consistente en la terminación prematura de la transcripción a nivel de la secuencia líder del ARNm.

Así pues, en esta apartado consideraremos sólo el funcionamiento del sistema trp en cuanto al mecanismo de represión-desrepresión:

  • En un medio pobre en aminoácido triptófano: el gen trpR se expresa: se sintetiza el aporrepresor inactivo, por lo que la ARN polimerasa puede transcribir el operón de genes estructurales (trpEDCBA). Hay síntesis de las enzimas del operón a sus niveles desreprimidos.
  • En un medio rico en triptófano: el gen trpR se expresa igualmente: se sintetiza aporrepresor inactivo, pero al unirse a dos moléculas de triptófano que la bacteria ha captado del medio se produce un cambio de conformación que genera el represor activo (aporrepresor + correpresor): ahora reconoce y se une a la secuencia del "operador" (que está solapado con el promotor). Así se impide la transcripción del operón, aunque no totalmente. Esto da lugar al nivel de expresión basal o reprimido (que en el caso de este operón representa 1/60 del nivel desreprimido).

Además, en medio rico en triptófano, el gen regulador trpR se ve reprimido por su propio producto (aporrepresor + triptófano). Estamos ante un ejemplo de regulación autógena: el nivel de represor está autocontrolado:

  • Si existe demasiado represor, se impide la síntesis de más represor;
  • Si existe poco represor se posibilita la transcripción del gen trpR.

2.1.2.3. CONTROLES POSITIVOS

Algunos operones bacterianos poseen promotores tales que no pueden ser usados eficientemente por la ARN polimerasa de forma directa para el inicio de la transcripción, sino que además, requieren proteínas auxiliares activadoras. Es decir, la transcripción de estos operones no ocurre (o en todo caso ocurre a un nivel basal bajo), a no ser que la proteína activadora se una a zonas del ADN cercanas al promotor (normalmente al lado 5' respecto del promotor). Este tipo de promotores carecen de las secuencias típicas -35 y -10 a las que ya hemos aludido anteriormente

Como ejemplo de regulación positiva del inicio de transcripción estudiaremos la que existe en el operón lac de E. coli:

Para comenzar, recordemos el comportamiento de una población de esta bacteria cuando en su medio de cultivo existen dos fuentes de carbono: glucosa y lactosa. Como ya sabemos, se da un crecimiento en dos fases llamado crecimiento diáuxico: durante una primera fase, las bacterias aprovechan solamente la fuente más rica de carbono (la glucosa), creciendo de modo exponencial durante unas cuantas generaciones, hasta que agotan esta glucosa. A continuación se entra en una corta fase de tipo estacionario, que conduce a una nueva fase de crecimiento exponencial (aunque con un coeficiente m menor que el de la fase exponencial anterior) debido a que en ésta las bacterias han pasado a metabolizar la lactosa.

Mientras exista glucosa en el medio de cultivo, no se degrada la lactosa, debido al fenómeno conocido como "represión catabólica": el catabolismo de la glucosa "impide" de alguna manera que se expresen los genes del operón de la lactosa. Pero una vez que la glucosa se agota, el operón lac se activa y se expresa: se sintetizan las enzimas que permiten metabolizar la lactosa. La fase estacionaria representa el tiempo que tardan las bacterias en "conectar" y expresar los genes del catabolismo de la lactosa.

El nombre de "represión catabólica" se puso en un momento en el que se desconocía la base molecular de su funcionamiento. A pesar de que sigamos usando este nombre por motivos históricos, hoy sabemos que este fenómeno es la manifestación de un proceso de regulación genética positiva. A continuación pasamos a describirlo a nivel molecular (consultar esquema):

En breves palabras, lo que ocurre es que en presencia de una fuente rica de carbono (como es la glucosa) el mecanismo de regulación positiva del operón lac se inactiva. Por contra, en ausencia de glucosa y en presencia de la lactosa, este mecanismo es funcional, lo que permite la estimulación del inicio de la transcripción del operón.

Elementos del circuito regulatorio:

  • gen crp: codifica la proteína regulatoria: sintetiza un polipéptido que forma espontáneamente dímeros, constituyendo la denominada proteína relacionada con la represión catabólica (CRP), también conocida como proteína que une AMPc (CAP). Tal como es sintetizada por el gen crp, la proteína CAP es inactiva (apoinductor inactivo). Pero cuando la bacteria posee niveles adecuados de AMPc (que actúa como inductor), éste se une a la CAP, lo que conduce a que el dímero cambie de conformación: en esta nueva configuración el complejo CAP-AMPc reconoce una secuencia palindrómica cercana al promotor del operón lac (hacia su lado 5'), y actúa como activador del inicio de transcripción de este operón.
  • gen cya: codifica la adenilato-ciclasa, enzima que convierte el ATP en AMPc.
  • operón lac: a la descripción que ya dimos, solamente añadir que a la izquierda (o sea, al lado 5'o "aguas arriba") del promotor existe una secuencia palindrómica característica, que como acabamos de ver es el lugar de reconocimiento del complejo activador CAP-AMPc.

Veamos, pues, el funcionamiento del circuito regulatorio:

Ante todo, hay que tener presente que el nivel intracelular de AMPc está en relación inversa con la velocidad de crecimiento de la bacteria. A su vez, la velocidad de crecimiento está en relación directa con la "riqueza" de la fuente de C.

  • En presencia de glucosa (fuente rica de C): como se recordará, en Enterobacterias la glucosa es transportada por el sistema de fosfotransferasa (sistema PTSGLC, un ejemplo típico de transporte activo acoplado a translocación de grupos). Como es sabido, en este sistema hay dos enzimas específicas del azúcar a nivel de membrana, que reciben secuencialmente el fosfato (P), que a su vez será transferido a la glucosa, que de esta forma entra al citoplasma. Mientras exista glucosa, el sistema PTSGLC estará funcionando, de modo que apenas habrá nivel de E-IIAGLC fosforilada, porque rápidamente el fosfato es transferido a la glucosa en su tránsito por la membrana (bajo E-IIGLC~P). Ello supone una señal que inhibe a la enzima adenilato-ciclasa. Esto supone que en presencia de glucosa, los niveles de AMPc son bajos. Por lo tanto, el apoinductor CAP, aunque se está sintetizando, permanece inactivo, ya que al no haber apenas AMPc no puede cambiar de conformación. Esta es la base molecular del fenómeno de "represión catabólica": obsérvese que en realidad no es una auténtica represión, sino que se trata de la no activación de la proteína activadora, debida en última instancia al catabolismo de la glucosa. Además, la presencia de E-IIA sin fosforilar inhibe directamente a la b-galactósido permeasa que pueda haber en la membrana, por lo que tampoco la lactosa externa puede entrar a la célula.
  • En ausencia de glucosa: el sistema PTSGLC no está transportando glucosa, por lo que ahora sí hay altos niveles de E-IIAGLC (y bajos de la versión fosforilada). El sistema ahora no envía la señal inhibidora de la actividad adenil-ciclasa : se sintetizan niveles elevados de AMPc. Ëste se une a los dímeros de CAP (=CRP); el concomitante cambio de conformación permite al complejo CAP-AMPc reconocer su secuencia-diana palindrómica cerca del promotor de lac. En esta interacción con su secuencia-diana, la CAP obliga al ADN a curvarse unos 90o Ahora la CAP interacciona con las subunidades a de la ARN polimerasa, de modo que ahora sí puede efectuar el inicio de la transcripción con gran eficiencia.

Así pues, hemos completado el estudio de la regulación del operón lac. En resumidas cuentas, cabe resaltar que se trata de un operón sometido a dos tipos de controles del inicio de la transcripción:

  • regulación negativa, con inducción en presencia de lactosa
  • regulación positiva, por activación 

Por lo tanto, el operón lac, para que pueda transcribirse a pleno rendimiento requiere que se cumplan dos condiciones simultáneamente:

  1. No debe haber en el medio una fuente más rica de azúcar, como la glucosa (que libera la "represión catabólica" por el mecanismo de regulación positiva a través de CAP)
  2. Debe existir el inductor exógeno (la lactosa), que inactiva el mecanismo de regulación negativa.

 

En Enterobacterias, lo que acabamos de describir para el operón lac lo podemos hacer extensivo a otros operones correspondientes al catabolismo de otras fuentes de C más pobres que la glucosa. Es decir, mientras exista glucosa en el ambiente de la bacteria, ésta será usada en primer lugar, de modo que mientras se metaboliza está operando el fenómeno de "represión catabólica". Pero una vez agotada, y suponiendo que exista una fuente alternativa de C, ésta pasará a ser usada, merced a la activación genética mediada por el complejo CAP-AMPc.

Ejemplos de otros operones controlados positivamente por CAP-AMPc:

  • operón ara (del catabolismo de la arabinosa);
  • operón gal (del catabolismo de la galactosa);
  • operón mal (del catabolismos de la maltosa).

Este conjunto de operones diferentes que están regulados por la proteína CAP se denomina regulón CAP.

En otras bacterias el fenómeno de represión catabólica no depende de AMPc-CAP, sino que la regulación positiva de operones catabólicos de azúcares distintos de la glucosa está mediada por proteínas activadoras diferentes.

 

Concluiremos nuestro estudio de los controles genéticos del inicio de la transcripción aludiendo brevemente a algunas de las variantes que podemos encontrar en los modelos de operones bacterianos:

  • operones con más de un promotor o/y operador, cada uno de los cuales funciona en respuesta a un tipo de estímulo o situación ambiental diferente, mediatizado a su vez por distintos tipos de proteínas reguladoras.
  • operones con promotores internos, situados dentro de la porción transcribible, y que responden a una regulación diferente del promotor principal (colocado al inicio del operón).
  • operones con terminadores de transcripción en las regiones intercistrónicas. Permiten "dosificar" la proporción relativa de los productos codificados por cada gen del operón, cuando esta dosis no tiene por qué ser equimolecular.
  • pares de operones que se transcriben en sentidos opuestos entre sí, y que usan un mismo promotor divergente.
  • proteínas reguladoras que pueden actuar como activadoras o como represoras, dependiendo de las condiciones ambientales. Ejemplo: el regulón mal (del catabolismo de la maltosa) consta de cuatro operones que están controlados por el producto del gen malT. En ausencia de maltosa, el producto actúa como represor de los operones mal. En presencia de maltosa, la proteína MalT cambia de conformación y se convierte en activador de la transcripción de esos operones.

No podemos olvidar aquí un tipo de operones transcribibles por holoenzimas de la ARN-polimerasa con subunidades s alternativas a la "estándar" s70 que requieren para su transcripción eficiente la colaboración de proteínas activadoras especiales que reconocen secuencias de ADN situadas a bastante distancia aguas arriba respecto del respectivo promotor. Por ejemplo, en muchas bacterias Gram-negativas hay operones con un tipo de promotor especial (cuyas secuencias conservadas, centradas em -24 y -12 son diferentes a las citadas hasta ahora) reconocido sólo por la versión de la ARN-polimerasa provista de la subunidad s54. Pues bien, para la transcripción de este tipo de operones (llamados ntr) se requiere la concurrencia de la proteína reguladora NtrC fosforilada, que reconoce una secuencia palindrómica a unas 100 pb aguas arriba del promotor. Al parecer, la unión de oligómeros de NtrC~P a sus secuencias de reconociemiento hace que el ADN se curve, de modo que esas NtrC~P hacen contacto con la ARN-polimerasa, y tras gastar ATP ayudan en el inicio de la transcripción.

2.2. REGULACIÓN POR ATENUACIÓN DE LA TRANSCRIPCIÓN.

La atenuación es un mecanismo de control que se da en ciertos operones de rutas biosintéticas (sobre todo de aminoácidos), por el cual una onda de transcripción recién iniciada puede terminar prematuramente en una zona denominada atenuador, antes de alcanzar al primer gen estructural de ese operón.

A nivel de ADN, el atenuador está situado entre el promotor y el inicio del primer gen estructural, dentro de la porción que a nivel de ARN representa al "líder".

La atenuación se produce por un control ejercido por la traducción, que a su vez responde al nivel intracelular del ARNt cargado con el aminoácido de la ruta biosintética en cuestión:

  • si existe suficiente nivel de ese aa-ARNt, habrá atenuación de la transcripción;
  • si no existe suficiente de ese aa-ARNt, no habrá atenuación, y por lo tanto la transcripción continuará hasta el final.

La presencia o ausencia del aa-ARNt concreto determina si el ribosoma puede traducir, o no, una zona temprana del ARNm (dentro de la porción del líder): si el ribosoma puede traducir esa zona (porque existe nivel de ese aa-ARNt), el avance del ribosoma detrás de la ARN polimerasa impide ciertos emparejamientos intracatenarios dentro del ARNm naciente, pero permite otros emparejamientos alternativos de modo que se forma una estructura secundaria de tipo terminador simple (independiente de r ). Por lo tanto la ARN- polimerasa se atranca en esta horquilla y finalmente se separa, deteniéndose así la transcripción antes de que la onda de transcripción haya alcanzado al primer gen estructural.

Mecanismo molecular de la atenuación: lo estudiaremos con el caso del operón de la biosíntesis del triptófano (trp), el primero en investigarse (por Yanofsky).

Primeras evidencias sobre el mecanismo de la atenuación del operón trp:

  • Ya hemos visto que el operón trp está sometido a una regulación negativa por represión. Pero se comprobó que esta no debía ser la única manera de regulación, ya que las mutaciones inactivadoras del gen trpR (del represor) aún dejaban un cierto nivel de espresión del operón estructural en ausencia de triptófano).
  • Por otro lado se comprobó que las mutaciones en el gen del ARNtTrp y en el de la Trp-ARNt-sintetasa, así como en los genes cuyos productos intervienen en la modificación del ARNtTrp incrementan la expresión del operón trp. Se podía colegir que el operón trp tiene otra regulación dependiente de la detección de los niveles de Trp unido al correspondiente ARNTrp.
  • Dicha nueva regulación no se ejerce sobre las clásicas zonas reguladoras del operón (promotor, operador), sino sobre una secuencia de ADN (a la que se llamó atenuador) situada entre el final del promotor y el inicio del primer gen estructural del operón trp. Ello se dedujo porque la delección de dicha zona suprimía en cis este nivel de regulación dependiente del ARNtTrp.
  • Los dobles mutantes inactivados para el gen trpR y para el atenuador sí mostraban ya expresión constitutiva del operón trp en presencia de triptófano en el medio.

Descripción del operón trp (consultar figura):observar la zona del promotor-operador (sobre la que ya vimos en un apartado anterior que se ejerce un mecanismo de control negativo por represión); observar la secuencia líder, al comienzo del ARNm, antes de la porción codificadora del primer gen (trpE). Este líder consta de 162 bases, y en su interior alberga una corta región con capacidad potencial de ser traducida por ribosomas: nótese que el péptido que se sintetizaría a partir de esta porción es rico en trp, es decir, tiene una alta proporción del mismo aminoácido objeto de la síntesis dependiente del operón trp.

Como ya dijimos antes, la clave de la regulación estriba precisamente en el líder (incluyendo la porción del péptido rico en triptófano). La porción de ARNm correspondiente al péptido del lider forma parte de una zona que puede adoptar estructuras secundarias distintas y alternativas, debido a la posibilidad de establecer emparejamientos intracatenarios:

  • bien se emparejan la zona 1:2 y la 3:4;
  • o bien se empareja la 2:3, quedando la 1 y la 4 sin emparejar.

Pues bien, la estructura en horquilla formada por el emparejamiento de 3:4 constituye un típico terminador de la transcripción independiente de r .

Pasemos, pues, al funcionamiento del mecanismo de atenuación:

  • Si existe suficiente triptófano en el medio: la bacteria capta triptófano, y sintetiza el triptofanil-ARNt (ARNttrp); habrá "pool" suficiente de este ARNttrp como para poder ser usado normalmente en la síntesis de proteínas. La ARN polimerasa va transcribiendo el operón trp, y detrás de ella los ribosomas comienzan a cubrir la zona del péptido dentro de líder del ARNm. Tras traducir la porción 1 del líder, el ribosoma cubre enseguida y traduce la porción 2. Mientras tanto, la ARN-polimerasa acaba de transcribir las porciones 3 y 4. La porción 3 se empareja espontáneamente con la 4. (Obsérvese que a la porción 3 no le queda más remedio, ya que la porción 2, con la que teóricamente también puede emparejarse no está disponible, ya que está "oculta" -cubierta- por el ribosoma). Consecuencia: al formarse la horquilla 3:4, seguida por la ristra de uracilos (U), se constituye un típico terminador de transcripción independiente de r : se termina prematuramente la transcripción (antes de que la onda de transcripción haya alcanzado al primer gen estructural, trpE): este es precisamente el fenómeno de atenuación.

      NOTA: recuérdese que, aparte de la atenuación, el operón trp está sometido a control por represión. Estas dos regulaciones pueden superponerse, y cada una supone una disminución del nivel basal de transcripción de ese operón en ausencia de control:

       

    • la atenuación hace bajar 10 veces el nivel basal;
    •  

    • la represión hace bajar 60 veces el nivel basal;
    •  

    • las dos juntas, obviamente, suponen una reducción de 600 veces sobre el nivel basal.
  • Si el triptófano es limitante en el medio: la bacteria dispondrá de pocos ARNt cargados on el aminoácido triptófano (o sea, el "pool" intracelular de ARNttrp estará a bajos niveles). El ribosoma, al llegar a los codones de triptófano dentro de la porción codificadora del líder, se quedará "atrancado", debido a que no encuentra el ARNttrp que introduzca el triptófano frente a dos codones seguidos para ese aminoácido. El ribosoma se queda, pues, detenido en la porción 1. Mientras tanto, la ARN polimerasa "le va sacando ventaja" al ribosoma, de modo que transcribe la porción 2, luego la porción 3... pero antes de terminar con la porción 4, la 2 y la 3 se emparejan entre sí (de modo que es ahora la 4 la que se queda sin emparejarse). Esto implica que ya no se puede formar la estructura secundaria 3:4 seguida de varios U: por lo tanto, no hay terminación de la transcripción, sino que ésta continúa y abarca a todo el operón trp, y finalmente se sintetizan las enzimas biosintéticas que conducirán a la síntesis del aminoácido triptófano.

Otros casos de atenuación:

La atenuación es un sistema de control genético de una amplia variedad de operones biosintéticos, especialmente de aminoácidos. Otros ejemplos descubiertos después del sistema trp:

  • operón his: síntesis de histidina;
  • operón phe: síntesis de fenilalanina;
  • operón leu: síntesis de leucina;
  • operón thr: síntesis de treonina;
  • operón ilv: síntesis de isoleucina y de valina.

Algunos de estos operones (como el his) sólo poseen atenuación como mecanismo de control, mientras que otros gozan, además de regulación por represión.

Los ARNm de cada uno de estos operones posee en su inicio una porción líder más o menos larga, pero con las características que ya hemos visto:

  • contiene un marco de lectura abierta (ORF=open reading frame) con capacidad potencial de codificar un péptido rico en el aminoácido que la ruta correspondiente debe sintetizar. Por ejemplo: La ORF del líder del operón his codifica un péptido de 17 aa., de los cuales 7 son histidina. La ORF del líder del operón leu codifica un péptido de 28 aa., de los cuales 4 son leucinas.
  • el líder del ARNm puede formar estructuras secundarias alternativas, incluyendo un atenuador (es decir, una estructura en horquilla seguida de ristra de uracilos, que actúa como un poderoso terminador prematuro de la transcripción).

En resumen: La atenuación es un mecanismo que permite detectar los bajos niveles intracelulares del aminoácido en cuestión (bajo la forma de aminoacil-ARNt), los cuales dependen a su vez de bajos niveles del aminoácido en el medio, de modo que la bacteria responde a las necesidades inmediatas de ese aminoácido (que se requiere para la síntesis proteica). El mecanismo estriba en la capacidad o incapacidad del ribosoma para atravesar la región líder, lo que a su vez determina la formación de estructuras secundarias alternativas en el líder. Como se puede constatar, la atenuación es un mecanismo que depende totalmente del estrecho acoplamiento que existe en bacterias entre transcripción y traducción.

 

2.3. PROCESAMIENTO DE ARN EN BACTERIAS

Como ya sabemos, en eubacterias, a diferencia de eucariotas, no existen mecanismos de regulación genética por procesamiento (maduración) de ARN primarios. La única excepción la constituye el hecho de que los ARN ribosómicos y ARN transferentes se sintetizan a partir de ARN precursores que son madurados de forma específica hasta dar las moléculas funcionales respectivas. Pero aquí no estamos propiamente ante un sistema de control genético para adaptación al medio, sino que se trata de un mecanismo constitutivo.

3. REGULACIÓN GENÉTICA A NIVEL DE TRADUCCIÓN

Un primer caso de regulación traduccional lo constituye el simple hecho de que distintos ARNm (correspondientes a operones diferentes) presentan diferentes eficiencias a la hora de su unión a los ribosomas. Ello condiciona que el conjunto de los mensajeros de una misma bacteria exhiba amplios rangos de tasas de traducción (con diferencias de hasta 3 órdenes de magnitud -unas miles de veces- entre unos y otros).

Pero aparte de ese mecanismo general e inespecífico, existen dos sistemas "refinados" para regular la expresión a nivel de la traducción:

  1. por proteínas que "ocultan" el sitio de unión inicial del ARNm al ribosoma (o sea, enmascarando la región de inicio de la traducción, que incluye la secuencia de Shine-Dalgarno);
  2. por un ARN regulador antiparalelo que forma un híbrido de ARN de cadena doble con la porción 5' del mensajero, con lo cual igualmente deja inservible la secuencia de Shine-Dalgarno.

Veamos un ejemplo de cada uno de estos mecanismos:

3.1. REGULACIÓN DE LA SÍNTESIS DE PROTEÍNAS RIBOSÓMICAS

Como vimos en el tema 10, los ribosomas bacterianos son estructuras supramoleculares complejas formadas por dos subunidades (30S y 50S), a base del ensamblaje de proteinas ribosómicas (proteínas S de la subunidad pequeña y proteínas L de la subunidad grande) y ARN ribosómicos. La cantidad de ribosomas de una célula depende de la tasa de crecimiento: en un medio pobre o con limitación de algún nutriente la cantidad es menor (p. ej., 20.000) que en un medio rico (p. ej., 70.000). Aunque las proteínas ribosómicas y los ARNr se sintetizan independientemente, la regulación de la síntesis de las proteínas ribosómicas está acoplada al nivel de ARNr libres, por un mecanismo en el que si el nivel de los ARNr libres es bajo (porque casi todos esos ARNr ya se han unido a las correspondientes proteínas ribosómicas) alguna de las proteínas ribosómicas "en exceso" se une a su propio ARNm, impidiendo la ulterior traducción de éste.

Los genes de:

  • las distintas proteínas ribosómicas (proteínas S y proteínas L);
  • los factores de elongación (EFTu, EFG);
  • las subunidades de la ARN polimerasa (ß, ß', etc)

se disponen formando varios operones (dispersos en distintos loci del cromosoma bacteriano). Todos estos operones de genes codificadores de productos implicadas en la biosíntesis de proteínas están sujetos a una regulación autogénica a nivel de traducción.

La base de esta regulación consiste en lo siguiente:

  • en cada uno de estos operones una de las proteínas codificadas (que es siempre una proteína ribosómica) actúa a su vez como inhibidora de la traducción de (al menos una parte) del ARNm del operón que la codifica (regulación autogénica).
  • En cada caso esta proteína, en su papel de proteína ribosómica, se une directamente, y con gran afinidad, a un ARNr específico, reconociendo una estructura secundaria concreta de éste. (Esto forma parte del proceso normal de ensamblaje de los ribosomas a partir de los distintos tipos de ARNr y de proteínas ribosómicas).
  • Ahora bien, si la bacteria se encuentra en una situación en la que ya no existe ARNr libre como tal, sino que todo el ARNr está ya participando de ribosomas ensamblados, la proteína ribosómica-reguladora se une ahora a una región del ARNm propio (que la codifica a ella y a otras proteínas ribosómicas). ¿Por qué se une y cuál es el efecto?

      La proteína ribosómica-reguladora, al no encontrar la estructura secundaria del ARNr se une ahora a una estructura secundaria muy similar en el propio ARNm, ocultando la secuencia de Shine-Dalgarno. Por lo tanto, no hay traducción del propio tipo de mensajero: el efecto neto es que desciende el nivel de proteínas ribosómicas en respuesta a una escasez de ARNr.

Significado biológico de esta regulación:

  • El uso de proteínas ribosómicas que se unen a ARNm como reguladores negativos autógenos de la traducción supone un mecanismo que garantiza la estrecha relación molar entre síntesis de proteínas ribosómicas y ARNr. Esto implica que no exista un exceso de proteínas ribosómicas en relación con el ARNr, o sea, se logra que se sinteticen la cantidad justa de proteínas ribosómicas que puedan ensamblarse con los respectivos ARNr.
  • De esta manera se consigue que el nivel de proteínas ribosómicas se corresponda armónicamente con la velocidad de crecimiento de la bacteria, la cual influye sobre el nivel del ARNr. (La influencia de la velocidad de crecimiento sobre la síntesis de ARNr y ARNt la veremos en el apartado 2.7.1).

 

3.2. REGULACIÓN DE LA TRADUCCIÓN POR MEDIO DE ARN ANTISENTIDO

Todos los sistemas de regulación que hemos estudiado hasta ahora se basan en la existencia de elementos reguladores en trans (o sea, difusibles y actuantes "a distancia") que son siempre proteínas. Fue una sorpresa el que a mediados de los años de 1980 se descubrieran sistemas de regulación dependientes no de proteínas, sino de ARN reguladores en trans.

La base es la siguiente: la transcripción del "gen regulador" genera un ARN no traducible a proteína, cuya secuencia es complementaria de la región 5' del ARNm del gen a regular: ambos forman un híbrido de ARN de cadena doble (c.d.) por el que queda enmascarada la secuencia de Shine-Dalgarno del ARNm: el ARNr 16S del ribosoma no puede reconocer al ARNm y no puede traducirse el mensajero.

4. REGULACIÓN POSTRADUCCIONAL

Todos los mecanismos que acabamos de describir están encaminados a alterar la concentración de un(os) determinado(s) producto(s) génico(s) ante un cambio ambiental. La combinación de dichos mecanismos permite que la síntesis de las macromoléculas resulte económica (evitándose su producción en circunstancias en las que no hace falta o es superflua). Sin embargo, estos mecanismos tienen limitaciones intrínsecas:

  • los mecanismos genéticos no pueden dar un ajuste fino a lo largo de una misma ruta metabólica.
  • las proteínas tienen una vida media relativamente larga. Ello implica que pueden seguir actuando aun cuando los genes respectivos que las sintetizaron estén "silenciosos". Es decir, teóricamente, las proteínas podrían seguir actuando incluso en situaciones en las que ya no hacen falta (o incluso podrían ser contraproducentes), hasta que estas proteínas se diluyeran debido al crecimiento (multiplicación celular).

Para encarar precisamente estos problemas, la evolución ha desarrollado mecanismos postraduccionales que permiten los necesarios ajustes finos. Los principales tipos son los siguientes:

  • Degradación de proteínas.
  • Modificación química de enzimas.
  • Regulación feed-back de la actividad enzimática (alosterismo).

El último tipo de regulación entra dentro de la categoría de procesos de tipo metabólico y enzimático que se estudian ampliamente en la asignatura de Bioquímica, por lo que aquí no insistiremos más en ellos.

4.1. REGULACIÓN POR DEGRADACIÓN DE PROTEÍNAS

La concentración de cada tipo de proteína depende esencialmente de:

  • la tasa de su síntesis por los ribosomas;
  • la tasa de su degradación.

Las bacterias, a diferencia de los organismos superiores, tienen una baja tasa de "turnover" (reemplazo) de proteínas. Es decir, las vidas medias de las proteínas bacterianas son relativamente largas.

Sin embargo, existen circunstancias especiales en las que es esencial "desembarazarse" de ciertas proteínas de forma rápida y efectiva, para adaptarse a un cambio ambiental. Para estos casos, las bacterias disponen de mecanismos de degradación rápida de proteínas:

  • Durante situaciones de hambre de aminoácidos se pone en marcha un mecanismo de regulación global llamado respuesta estricta en el que, entre otras cosas, se da una degradación de proteínas. (Lo estudiaremos más adelante).
  • Degradación de proteínas defectuosas (anormales y mutantes). Para ello existen unas proteasas especiales, de las cuales la más importante es la proteasa Lon, cuya actividad depende de la hidrólisis de ATP. Esta proteasa Lon reconoce proteínas defectuosas (con desnaturalización parcial), y las rompe en péptidos cortos, los cuales son luego digeridos por peptidasas, para dar aminoácidos.
  • Una situación especial la constituye la esporulación de Bacillus. Como se recordará, la esporulación requiere la síntesis de nuevas proteínas para la espora, y una serie de grandes cambios para la célula-madre. Para lograr esto, se inducen una serie de proteasas que degradan una buena parte de las proteínas de la célula-madre (vegetativa). Los aminoácidos derivados de esta degradación son reutilizados para la síntesis de nuevas enzimas necesarias para la producción de la endospora.

4.2. MODIFICACIÓN QUÍMICA DE ENZIMAS

En eucariotas es muy frecuente la estrategia de modificar la actividad de enzimas (y en general de proteínas) por unión covalente de un radical químico. Por ejemplo, muchos procesos están regulados por proteín-quinasas de distintos tipos, que fosforilan a otras proteínas, lo cual permite la modulación de su actividad biológica.

Hasta hace pocos años se creía que las bacterias no poseían este tipo de control, pero recientemente están surgiendo numerosos ejemplos de importantes sistemas de regulación con implicación de actividad proteín-quinasa. De hecho se ha descubierto que numerosas bacterias poseen juegos de parejas de proteínas, agrupables en dos tipos de "familias" (conservadas evolutivamente en distintos grupos bacterianos). Sin embargo, aquí estamos ante un sistema en el que una vez que las proteínas se fosforilan, se ponen en marcha mecanismos reguladores de otro tipo, por lo que vamos a estudiarlo a continuación en un epígrafe aparte.

5. SISTEMAS DE REGULACIÓN DE DOS COMPONENTES: SENSORES Y REGULADORES DE RESPUESTA

Recientemente se ha descubierto que muchas bacterias poseen un tipo de mecanismo para detectar las variaciones de su medio ambiente y regular concomitantemente la transcripción de ciertos operones. Esta clase de regulación se basa en pares de proteínas, en los que el primer miembro detecta el cambio ambiental (sensor), de modo que "transmite" esa información al segundo miembro, que es el responsable de la regulación dentro de la célula. Los distintos sensores, a pesar de que cada uno detecta un estímulo diferente, conservan entre sí al menos parte de su secuencia, y lo mismo ocurre con los reguladores de respuesta, por lo que se habla de dos familias de proteínas (cada una con un probable origen evolutivo común):

  1. Familia de histidín-proteín-quinasas (HPK): Este tipo de proteínas son las sensoras de algún tipo de estímulo ambiental. Muchas de ellas son autofosforilables, pero su función esencial es la de fosforilar (usando el P en situación g del ATP) al correspondiente 2º miembro de la pareja. Los distintos sensores suelen tener en común su porción carboxiterminal, denominada dominio transmisor (que incluye la histidina fosforilable). Los sensores suelen ser proteínas integrales de membrana citoplásmica. Cada sensor tiene un dominio aminoterminal característico, inmerso en el espacio periplásmico, y de este modo "detectan" algún estímulo procedente del ambiente. Al hacerlo, parece que cambian de conformación, de modo que el dominio transmisor intracitoplásmico se autofosforila y luego fosforila al correspondiente regulador de respuesta.
  2. Familia de reguladores de respuesta (RR): cada regulador de respuesta, tras ser fosforilado en cierto aspártico por su correspondiente HPK, ejerce algún efecto regulatorio. Normalmente, los RR fosforilados actúan como activadores de la transcripción de ciertos operones. Los distintos reguladores comparten un mismo tipo de dominio aminoterminal, denominado dominio receptor, que incluye el aspártico que recibe el fosfato del sensor correspondiente. Los reguladores que actúan como activadores de transcripción suelen incluir un dominio carboxiterminal a base del típico motivo hélice-giro-hélice, capaz de interactuar con ciertas secuencias de ADN.

6. MECANISMOS REGULATORIOS GLOBALES

Para finalizar este recorrido por los principales tipos de mecanismos de regulación de la expresión génica en bacterias, vamos a referirnos brevemente a algunos ejemplos de grandes sistemas de operones que se ven sometidos a una regulación coordinadada común, encaminada a la superviviencia de la bacteria en determinadas circunstancias ambientales extremas o a realizar grandes ajustes metabólicos para adaptarse a cambios bruscos en las condiciones nutricionales.

6.1. El regulón de operones SOS:

Como ya vimos en el capítulo de "Influencia de los agentes físicos sobre las bacterias", en determinados procariotas existe un sistema inducible de reparación a los daños severos al ADN ocasionados por agentes como la luz UV o las sustancias alquilantes. Los genes SOS se desreprimen según el siguiente esquema:

Cuando el ADN de la bacteria está seriamente dañado, existen zonas de ADN de cadena sencilla sin reparar. Esto constituye una señal por la que la proteína RecA (que está en este momento a una concentración basal relativamente baja) se modifica y se convierte en una proteasa muy específica (RecA).

La RecA rompe a la proteína LexA, que estaba reprimiendo una serie de operones, incluyendo a recA, uvrABC, umuDC, etc. Por lo tanto, estos genes se expresan ahora a alto nivel:

  • la expresión de uvrABC induce mejora de reparación por escisión resíntesis;
  • la expresión de recA mejora reparación por recombinación;
  • la expresión de umuDC favorece una síntesis "de emergencia" de ADN, por la que se introducen frecuentes errores: hay aumento de la mutagénesis;
  • se altera la regulación del crecimiento y división celular: las células se hacen filamentosas, muy largas, con formas anómalas.

Todos estos cambios, a pesar de las alteraciones que provocan en las células, suponen la salvaguardia, en última instancia de su viabilidad. Cuando las circunstancias agresivas (UV) desaparezcan, el mismo circuito regulario se encarga de que las células vuelvan rápidamente a su metabolismo normal.

6.2. Respuesta al choque por calor ("heat-shock")

La llamada respuesta al choque por calor es un mecanismo adaptativo compartido por prácticamente todos los seres vivos, consistente en el aumento rápido de la síntesis de una serie de proteínas (denonimadas proteínas Hsp) ante la elevación brusca de la temperatura por encima de la óptima, con un ulterior descenso lento a sus niveles basales. A pesar de que esta respuesta se descubrió precisamente ante aumentos de temperatura, se sabe ahora que en realidad se induce ante otros tipos de agresiones o estrés ambientales (como por ejemplo, presencia de etanol u otros solventes orgánicos en el medio, o daño al ADN). Las proteínas Hsp protegen a las células del daño que les causaría una posterior elevación adicional de la temperatura. Obviamente, este sistema parece que constituye un mecanismo adaptativo de protección que, una vez que detecta incrementos anómalos de temperatura, prepara a la bacteria para soportar períodos relativamente largos a temperaturas por encima de la óptima de crecimiento.

En Escherichia coli la mayor parte de los 30 genes codificadores de proteínas Hsp forman un regulón, y los correspondientes operones son transcritos por la versión de la ARN-polimerasa provista de la subunidad s32.

La mayor parte de las proteínas Hsp se expresan a niveles basales durante el crecimiento normal, pero tras la agresión ambiental, aumentan abruptamente y luego vuelven lentamente al nivel normal (aun cuando p. ej., la temperatura siga alta). Algunas de las Hsp son proteínas celadoras ("chaperonas"; véase tema 10) que intervienen en el plegamiento adecuado de otras proteínas. Entre estas celadoras se encuentran GroE, DnaK, DnaJ y GrpE. Otras Hsp son proteasas (como la Lon) que degradan proteínas demasiado anómalas. Estos papeles de las proteínas Hsp explican por qué la respuesta al choque por calor es transitoria:

  • Inmediatamente después de la agresión ambiental, las proteínas, al no tener las concentraciones de sales y otros componentes adecuados a su estabilidad, tienden a desnaturalizarse. La respuesta adaptativa viene enseguida, aumentando los niveles de proteínas celadoras (que ayudan a replegarse a las proteínas defectuosas, parcialmente desnaturalizadas) y de proteasas (que eliminan proteínas inútiles desnaturalizadas).
  • Pero una vez que ha pasado un tiempo, el medio interno de la célula ya se ha adaptado a las nuevas condiciones, por lo que ya no hace falta un nivel tan alto de Hsp, por lo que la respuesta va remitiendo.

Los operones del regulón del choque por calor se transcriben a partir de promotores especiales (con su propia secuencia consenso) cuando son reconocidos por la holoenzima de la ARN-polimerasa con la subunidad s32. Durante el crecimiento en condiciones normales, hay muy pocas moléculas de s32 en la célula, pero cuando sube la temperatura de 30 a 42 ºC, los niveles suben 15 veces, de modo que aumenta la transcripción de los genes del choque térmico. Al parecer, esos niveles de s32 vienen regulados postraduccionalmente por alguna de las propias chaperonas.

El modelo actual dice lo siguiente:

  • en condiciones normales las proteínas celadoras (chaperonas) DnaK, DnaJ y GrpE se unen a polipéptidos nacientes ayudándoles a plegarse adecuadamente. Una de ellas (probablemente DnaK) se une también a la poca s32, de modo que ésta no sólo no puede ayudar al inicio de transcripción de los operones Hsp, sino que además queda inestabilizada y es más susceptible de ataque por proteasas.
  • Cuando hay un choque por calor, al cambiar bruscamente las condiciones del medio celular, las proteínas en general tienden a desnaturalizarse, por lo que en un primer momento las chaperonas se dedican a intentar replegar correctamente el mayor número de proteínas. Esto significa que ahora la DnaK tiende preferentemente a unirse a proteínas diferentes del factor s32. Por lo tanto, la s32 intacta se va acumulando en la célula e incrementa su actividad, y se puede producir el aumento de expresión de los operones Hsp, incluyendo el mismo dnaK. Esto explica igualmente el fenómeno ya comentado de que la expresión de las Hsp va volviendo poco a poco a su nivel basal: cuando se ha acumulado una buena cantidad de DnaK suficiente para ayudar a replegarse a las proteínas celulares, y cuando ha dado tiempo a que las condiciones internas se ajusten a las condiciones del estrés ambiental, vuelve a haber DnaK "libre" como para volver a unirse a la s32, de modo que lentamente se vuelve al nivel normal de transcripción de los genes de las proteínas del choque térmico.

6.3. La regulación de la síntesis de ARNr y ARNt

6.3.1. Respuesta estricta

En la naturaleza, las bacterias pasan a menudo períodos de hambre, especialmente por carencia de aminoácidos, de modo que este suministro de aminoácidos sería insuficiente para mantener la síntesis proteica. La respuesta estricta es un mecanismo de adaptación rápida de las actividades celulares al pasar la bacteria bruscamente de un medio rico a otro pobre en aminoácidos, o cuando se agota la fuente de C. Consiste en un mecanismo de ahorro para aguantar y sobrevivir a "los malos tiempos": la bacteria ahorra sus recursos y se implica en el menor número de actividades, hasta que no mejoren las condiciones.

Como veremos, el ajuste se realiza por medio de una rápida respuesta al nivel general de aa-ARNt (ARN transferentes aminoacilados).

Descripción de la respuesta estricta desde un punto de vista fisiológico:

En esta situación se puede observar una variedad de cambios metabólicos:

  1. Reducción masiva en la síntesis de ARN estable (o sea, de ARNr y ARNt); esto hace que el nivel de ARN total baje a un 5-10% del normal.
  2. Al bajar el nivel de ARNr, se produce un descenso en la traducción de los ARNm correspondientes a las proteínas ribosómicas (por el mecanismo estudiado en 3.1). Por lo tanto, baja la síntesis de proteínas ribosómicas, y disminuye la concentración de ribosomas.
  3. Se produce un descenso de una 3 veces en la síntesis de ARNm total. Algunos mensajeros son muy "vulnerables" y prácticamente desaparecen.
  4. Aumenta la tasa de degradación de proteínas, por protesas especiales.
  5. Se dan grandes ajustes metabólicos: baja la síntesis de hidratos de C, de lípidos, de nucleótidos y el transporte de nutrientes, pero proporcionalmente aumenta la síntesis de aminoácidos.

Como resumen de todo lo anterior, se puede concluir que esta respuesta va encaminada a: impedir por un lado acumulación de la maquinaria de traducción (ribosomas, ARNt) que no sería útil en ausencia de un aporte exógeno de aminoácidos; aumentar la producción de aminoácidos, tanto por degradación de proteínas como por nueva síntesis.

Pero una vez que la célula produce los suficientes aminoácidos para las nuevas condiciones, finaliza la respuesta estricta y la célula vuelve a sus patrones habituales de expresión genética, aunque por supuesto adaptados al nuevo medio (aquí entrarían en operación algunos de los sistemas habituales de regulación de la transcripción ya estudiados).

Base molecular de la respuesta estricta:

  1. Cuando la bacteria queda deprivada en su medio de algún aminoácido (supongamos ahora que se trata del triptófano) va a haber poco ARNt cargado con ese aminoácido (en el ejemplo, poco ARNtTrp). Por lo tanto (y recordando algo del mecanismo de síntesis de proteínas), ese ARNt descargado no podrá unirse al factor de elongación EF-Tu, y no podrá entrar al sitio A del ribosoma.
  2. Por consiguiente, cuando el ribosoma llegue a un codón para ese aminoácido (en nuestro ejemplo del triptófano podría ser el codón UUU), al no encontrar el ARNt cargado correspondiente, el ribosoma se detendrá.
  3. Si la detención del ribosoma se prolonga, un ARNt descargado termina por acceder al sitio A, aun cuando lo haga en ausencia del factor EF-Tu.
  4. Esta entrada "ilegítima" del ARNt descargado estimula la actuación de una proteína llamada RelA que se asocia al ribosoma. La proteína Rel A cataliza la producción de un extraño nucleósido de guanosina provisto de 4 fosfatos, a partir del GDP:
  5. (5') ppG + ATP --------------------> (5') ppGpp (3') + AMP
  6. Por lo tanto, la célula va acumulando ppGpp, que es el que va a regular los operones de los ARNr y ARNt. El mecanismo exacto de la regulación aún no se conoce en detalle, pero parece que incluye la acción directa sobre los promotores de esos operones así como sobre la ARN-polimerasa, bloqueando el inicio de transcripción. Igualmente parece que inhibe la tasa de elongación de otros operones.

6.3.2. Regulación por la tasa del crecimiento

Como ya dijimos, una bacteria tiene más ribosomas (y ARNt) en un medio rico que en un medio pobre. No se conoce exactamente cómo se realiza este control de la tasa de crecimiento sobre la síntesis de ARN estables, pero al parecer, cuando la bacteria pasa a un medio pobre, algunos de los ribosomas "en paro" (es decir, que no están traduciendo ARNm) inhiben de algún modo la síntesis de ARNr y ARNt, y por lo tanto la célula tenderá a producir sólo la cantidad de ribosomas que necesita en esas condiciones nutricionales. Hay indicios de que este efecto se logra de nuevo a través del ppGpp, aunque en este caso su síntesis no depende del gen relA, sino de otro gen denominado spoT.

 

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BIBLIOGRAFÍA

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 SNYDERS, L., W. CHAMPNESS (1997): Molecular genetics of Bacteria. Washington DC: American Society for Microbiology Press. (Uno de los mejores textos actualizados de genética bacteriana. Muy didáctico y claro. Consulten especialmente los capítulos 11 y 12).

VICENTE, M. (1990): Genética molecular de la división bacteriana. En "Microbiología 1990", págs. 59-63. Univ. de Sevilla.

WEINTRAUB, H.M. (1990): ADN y ARN antisentido. Inv. y Ciencia (marzo): 26-

 

Actualizado 1998-08-06

Ó 1998 ENRIQUE IAÑEZ PAREJA. Prohibida su reproducción, salvo con fines educativos.

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